Extracto
modelos de tumores de roedores utilizados en la actualidad, incluyendo los modelos tumorales transgénicas, o tumores que crecen subcutáneamente en ratones, no tienen suficientemente representan clínicos sobre el cáncer. Presentamos aquí el desarrollo de métodos para obtener un modelo de cáncer de recto clínicamente muy precisos. Este modelo fue establecido por trasplante intrarrectal de células de cáncer rectal del ratón, que expresan establemente la proteína verde fluorescente (GFP), seguido de la interrupción de la capa de células epiteliales de la mucosa rectal mediante la instilación de una solución de ácido acético. tumor en estadio temprano se detectó en la mucosa rectal por 6 días después del trasplante. El tumor invasivo luego se convirtió en el tejido submucoso. La incidencia del tumor fue de 100% y el volumen medio (± SD) fue de 1232.4 ± 994.7 mm
3 a 4 semanas después del trasplante detectado por imágenes de fluorescencia. Espontánea metástasis en los ganglios linfáticos y la metástasis de pulmón también se encontraron aproximadamente 4 semanas después del trasplante en más del 90% de los ratones. Este modelo de tumor rectal imita precisamente la historia natural del cáncer rectal y se puede utilizar para estudiar el desarrollo temprano del tumor, la metástasis, y el descubrimiento y evaluación de nuevas terapias para esta enfermedad resistente al tratamiento
Visto:. Kishimoto H, Momiyama M, Aki R, Kimura H, Suetsugu A, Bouvet M, et al. (2013) Desarrollo de un modelo de ratón clínicamente precisa del cáncer rectal. PLoS ONE 8 (11): e79453. doi: 10.1371 /journal.pone.0079453
Editor: Mateo, Universidad de Stanford, Estados Unidos de América
Recibido: 27 Agosto, 2013; Aceptado: 1 de octubre de 2013; Publicado: 12 Noviembre 2013
Derechos de Autor © 2013 Kishimoto et al. Este es un artículo de acceso abierto distribuido bajo los términos de la licencia Creative Commons Attribution License, que permite el uso ilimitado, distribución y reproducción en cualquier medio, siempre que el autor original y la fuente se acreditan
Financiación:. Este trabajo fue apoyado en parte por subvenciones de jóvenes científicos (B), el Ministerio de Educación, Cultura, Deportes, Ciencia y Tecnología, Japón (HK). Los donantes no tenía papel en el diseño del estudio, la recogida y análisis de datos, decisión a publicar, o la preparación del manuscrito
Conflicto de intereses:. Los autores tienen los siguientes intereses: Hiroyuki Kishimoto, Masashi Momiyama, Ryoichi Aki, Hiroaki Kimura, Atsushi Suetsugu eran ex afiliados de AntiCancer Inc. Robert M. Hoffman es un afiliado no asalariado de AntiCancer Inc. AntiCancer Inc. comercializa modelos animales de cáncer. No hay otros intereses en competencia. No hay patentes, productos en desarrollo o los productos comercializados para declarar. Esto no altera la adhesión de los autores a todas las políticas de PLoS ONE sobre los datos y compartir materiales, como se detalla en línea en la guía para los autores.
Introducción
modelos de implantación heterotópico tales como implantes subcutáneos de tumor en ratones se han utilizado tradicionalmente para evaluar el tratamiento antitumoral debido a su reproducibilidad y el seguimiento de la formación de tumores. Sin embargo, los modelos heterotópico no tienen microambientes tumorales (TME) [1].
modelos de ratones genéticamente manipulados de cáncer por lo general requieren un largo tiempo para desarrollar tumores y son impredecibles en cuanto a la frecuencia, hora y lugar que corresponde de los tumores primarios y aún más impredecible cuando y donde se produce la metástasis. Desde el desarrollo de tumores en estos animales rara vez es sincrónica, una gran cohorte de animales deben ser alojados con el fin de prepararse para un número suficiente de animales en etapas apropiadas de cáncer. Un gran número de animales deben ser examinados durante largos períodos de tiempo para evaluar el tratamiento del cáncer, la supervivencia y sólo se utiliza a menudo como un punto final debido a la dificultad de la vigilancia cuando los tumores aparecen en los órganos internos [2].
Varios tipos de modelos que emplean la implantación ortotópica de tumores se han desarrollado y utilizado para investigar principalmente fármaco antitumoral eficacia [3]. En estos modelos, ya sea suspensiones celulares de cáncer se inyectan en los fragmentos de órganos o tejidos tumor ortotópico se suturan en el órgano correspondiente [4], [5] con la implantación de los fragmentos de tejido después de haber sido mostrada para ser más exactos [5], [6] . Con respecto a los modelos de cáncer colorrectal, los tumores se han establecido en los tejidos submucosos o en la serosa del colon, pero no en la superficie de la mucosa de la que los tumores se producen normalmente en los pacientes.
El objetivo de este estudio fue establecer un " verdadero "modelo ortotópico de recto clínicamente preciso en el que se empiezan a formar tumores en el tejido de la mucosa del recto.
Materiales y Métodos
cultivo de células
la línea celular de cáncer colorrectal ratón CT26 y la línea celular de cáncer colorrectal humano HCT-116 se cultivaron en medio RPMI 1640 suplementado con 10% FBS. CT26 es una N-nitroso-N-methylurethane- (NNMU) línea celular de carcinoma de colon no diferenciado ratón inducida por [7]. HCT-116 se derivó de un espécimen primarias cáncer de colon humano [8].
GFP y RFP vector de producción
El vector retroviral Plein (Clontech), que expresa aumento de proteína verde fluorescente (GFP) y el gen de resistencia a neomicina en el mismo mensaje bicistrónico, se utilizó como un vector de expresión GFP. PT67, una línea celular de empaquetamiento derivada de NIH3T3, que expresa la envoltura viral 10 Al, se adquirió de Clontech Laboratories, Inc. células PT67 se cultivaron en DMEM suplementado con 10% FBS. Para la producción de vector GFP, las células de empaquetado PT67, en 70% de confluencia, se incubaron con una mezcla precipitada de reactivo DOTAP ™ (Boehringer Mannheim, Indianapolis, Indiana), y cantidades de saturación de Plein plásmido para 18 h. medio fresco fue repuesto en este momento. Las células fueron examinadas por microscopía de fluorescencia 48 horas después de la transducción. Para la selección, las células fueron cultivadas en la presencia de 500-2.000 g /ml de G418 (Life Technologies, Grand Island, Nueva York) durante 7 días. El clon aislado de células de empaquetamiento se denominó PT67-GFP [9] - [12].
Para la producción RFP retrovirus, el
Hind III
/
No
fragmento del pDsRed2 (Clontech), que contiene el ADNc de RFP de larga duración, se insertó en el
Hind III
/
No
sitio I de pLNCX2 (Clontech) que contiene el gen de resistencia a neomicina. células PT67 se cultivaron en DMEM suplementado con 10% FBS. Para la producción de vector, las células de empaquetamiento PT67, en 70% de confluencia, se incubaron con una mezcla de precipitado de reactivo LipofectAMINE (Life Technologies) y cantidades saturantes de pLNCX2-DsRed2 plásmido para 18 h. medio fresco fue repuesto en este momento. Las células fueron examinadas por microscopía de fluorescencia 48 horas después de la transducción. Para la selección de un clon que produce grandes cantidades de vector retroviral RFP (PT67-DsRed2), las células se cultivaron en presencia de 200 a 1.000 g /ml de G418 (Life Technologies) durante 7 d. El clon aislado de células de empaquetamiento se denominó PT67-DsRed2 [9] - [12].
GFP y RFP transducción de genes de líneas celulares de cáncer
Para GFP y RFP transducción de genes, las células cancerosas eran se incubaron con una mezcla 1: 1 de precipitado sobrenadantes retrovirales de células PT67-DsRed2 PT67-GFP o y RPMI 1640 que contienen 10% de FBS durante 72 h. medio fresco fue repuesto en este momento. Las células fueron cosechadas por la tripsina /EDTA 72 h después de la transducción y se subcultivaron en una relación de 01:15 en medio selectivo, que contenía 200 g /ml de G418. El nivel de G418 se aumentó hasta 800 mg /ml de una manera escalonada. Los clones que expresan altos niveles de GFP o RFP se aislaron con cilindros de clonación (Bel-Art Products) utilizando tripsina /EDTA y se amplificaron mediante métodos de cultivo convencionales en ausencia de agente selectivo [9] - [12].
Ratones
Desnudo
nu /nu ratones
(contra el cáncer, Inc., San Diego, CA) se mantuvieron en una instalación de barrera en el cáncer, Inc., bajo la filtración HEPA y alimentado con dieta para roedores de laboratorio autoclave (Tecklad LM-485, Research Products occidentales, Orange, CA). Se llevaron a cabo todos los estudios en animales con un Comité de Cuidado de Animales y el empleo AntiCancer Institucional (IACUC) de protocolo aprobado específicamente para este estudio y de acuerdo con los principios y procedimientos descritos en el Instituto Nacional de Salud de Guía para el Cuidado y Uso de Animales con el número de Aseguramiento A3873-1. Todos los procedimientos con animales se realizaron bajo anestesia utilizando s.c. administración de una mezcla de ketamina (10 l ketamina HCL, 7,6 xilazina l, 2,4 l acepromacina maleato, y 10 l de PBS).
impulsado por nestina proteína fluorescente verde (ND-GFP) ratones desnudos
Interacción del tumor CT26-RFP y anfitrión ND-GFP-expresando células de la mucosa rectal se examinó. células CT26-RFP se trasplantaron ortotópicamente a ND-GFP ratones desnudos [13] por los métodos descritos a continuación. Diez días después del trasplante del tumor, los ratones se sacrificaron y se diseccionó el anorrecto. Tumor y la interacción de células ND-GFP se observó con el sistema de formación de imágenes OV100
La alteración de la mucosa rectal barrera
La barrera de la mucosa rectal fue interrumpido químicamente mediante el siguiente procedimiento:. Después se anestesiaron los ratones, un catéter de polietileno se insertó en el lumen rectal a través del ano. La luz rectal se lavó con 6 ml de PBS para limpiar los contenidos intestinales. El lumen rectal se dilatan mediante la inserción de un retractor en la región anorrectal, y luego la mucosa rectal fue bien empapados con solución de ácido acético al 4% durante dos minutos, seguido de lavado con 6 ml de PBS (Fig. 1).
(a) apariencia normal del ano ratón. Barra de escala, 1 mm. (B) Retractor hecho de un tubo de infusión por goteo. (C) El lumen anorrectales se dilatan mediante la inserción del retractor en el ano-recto y infundieron con una solución de ácido acético. (C1) Antes de preparación de ácido acético. (C2) El color de la mucosa rectal cambiado de color rosa rojizo a blanquecino después del tratamiento con solución de ácido acético. m = mucosa rectal. Barra de escala, 1 mm. (D) El examen histológico justo después de tratamiento con ácido acético mostró que la capa de células epiteliales de la mucosa rectal estaba traumatizada. (D1) H & amp; E de la sección ano-recto normal. Un epitelio = superficie; B = mucosa; C = muscular de la mucosa; D = submucosa; E = muscular externa. (D2) después del tratamiento ácido acético. Tenga en cuenta que sólo la parte superior de la mucosa se interrumpe. Arriba, ampliación × 40; inferior, × 100 aumentos.
intrarrectal instilación de células de cáncer colorrectal y el examen de la formación de tumores
Inmediatamente después de la rotura de la barrera mucosa rectal, las células CT26-GFP (2.0 × 10
6) en 50 l de Matrigel (BD Biosciences, San Jose, CA), se introdujeron y inculcado en la superficie de la mucosa rectal con una aguja de calibre 28 insertada a 4 mm del anillo anal. El ano se selló, sosteniendo el retractor en el recto, por cinta de plástico inmediatamente después de la instilación de las células cancerosas para evitar la fuga de células. El sellado de cinta de plástico y el retractor en el recto se retiraron de los ratones después de que se recuperaron de la anestesia. Después de la implantación de las células del cáncer, la observación no invasiva con el sistema de OV100 Small Animal Imaging [14] o la MVX-10 microscopio de fluorescencia [15] (ambos de Olympus, Tokio, Japón) se utilizó para detectar y caracterizar células cancerosas implantados. A continuación, los ratones fueron sacrificados para explorar posibles metástasis y para estudios histológicos. El volumen del tumor se calculó de acuerdo con la siguiente ecuación: El volumen del tumor (mm
3) = longitud (mm) x anchura (mm) x profundidad (mm) x 0,5 [16]
imagen óptica de fluorescencia. y el procesamiento
el sistema de imágenes de microscopio y OV100 MVX-10 de fluorescencia se utiliza para la detección de fluorescencia del tumor en crecimiento. Imágenes de alta resolución fueron capturados directamente en un PC y analizados con el software CellR (Olympus-Biosystems, Melville, NY) [14].
Examen histológico
Después se sacrificaron los ratones, el recto era se abren longitudinalmente e inspeccionado para detectar la presencia de tumores. A continuación, el tumor rectal extirpado se incluyó en medio de congelación, congelada y se seccionaron a 7 m con un criostato. Los portaobjetos se observó la fluorescencia de las células tumorales y, posteriormente, se examinó al microscopio mediante tinción con hematoxilina-eosina.
Resultados
La interrupción de la barrera mucosa del recto
La barrera de la mucosa del recto de ratones desnudos fue interrumpido por el tratamiento de la mucosa con una solución de 4% de ácido acético (Fig. 1a-c). No hubo muertes ni toxicidad manifiesta en relación con este procedimiento. El examen histológico reveló que la capa de células epiteliales de la mucosa rectal fue interrumpido y pelado después de tratamiento con ácido acético (Fig. 1d). El tejido de la mucosa estaba ahora listo para aceptar las células cancerosas.
ortotópico de implantación de las células CT26-GFP
Inmediatamente después de la interrupción química de la barrera de la mucosa rectal, colorrectal ratón las células cancerosas CT26-GFP, mezclado en Matrigel, se introdujeron en el lumen rectal. El ano se selló con cinta de plástico después de llenar el lumen rectal con la suspensión de células de cáncer, lo que aseguró que las células cancerosas se mantuvieron en la mucosa rectal durante la anestesia. El tiempo total del procedimiento fue de aproximadamente 15 minutos por ratón, y no hubo complicaciones o muertes relacionadas tanto con el tratamiento con ácido y las células del cáncer de implantación acético
.
Después de la implantación de las células del cáncer, la luz rectal se examinó de forma no invasiva con el MVX-10 microscopio de fluorescencia o Sistema OV100 de Pequeños Animales de imagen (Fig. 2a). Las células CT26-GFP en la mucosa rectal se podrían tomar imágenes claras por fluorescencia de GFP a partir de 6 días después de la implantación, a más tardar. La incidencia de los tumores de recto en la mucosa rectal era 100%. Ni la instilación de las células del cáncer solos o tratamiento con ácido acético solo dio como resultado el crecimiento de un tumor rectal.
(a) El recto Se obtuvieron imágenes de forma no invasiva 10 días después de la implantación. Izquierda, observación de campo claro; medio, tumores CT26-GFP que crecen en la mucosa rectal eran claramente visibles bajo observación de fluorescencia; la derecha, bajo la observación simultánea de luz brillante y la imagen de fluorescencia. Barra de escala, 500 micras. (B) Después de la laparotomía, el recto se abrió longitudinalmente desde la pared anterior. A la izquierda, la apariencia bruta de la cavidad abdominal. Barra de escala: 10 mm; medio, detalle de la zona en caja; la derecha, bajo la observación simultánea de luz brillante y fluorescencia. La ubicación de la formación de tumores se limitó en la pared posterior del recto terminal. La línea roja, la dirección de la sección transversal rectal de (c). línea blanca, la dirección de la sección transversal de tumor (d). Barra de escala, de 2 mm. (C) El análisis histológico confirmó que las lesiones GFP-positivas eran adenocarcinomas de tipo medular sin estructuras glandulares. A la izquierda, la detección de fluorescencia de los tumores en una sección congelada; medio, tumores positivas para GFP mostraron una alta celularidad y se confirmaron como tumores que crecen en la capa de la mucosa del recto; derecho, se fusionó la imagen de H & amp; E corte histológico y detección por fluorescencia. Tenga en cuenta que las células de cáncer localizar sólo en la capa de la mucosa del recto. adenocarcinomas (D1-3) CT26 de tipo medular que invaden la capa submucosa más allá de los límites de la mucosa muscular (cabezas de flecha roja). T = tumor. puntas de flecha negras, muscular de la mucosa. (E) el aspecto histológico de adenocarcinoma de tipo medular humana. puntas de flechas verdes indican el borde del tumor [23].
Como se muestra en la Fig. 2b, la ubicación de la formación de tumores se limitaba a la pared posterior del recto terminal. Esta limitación de la formación de tumores podría ser debido a que permite la suspensión de células del cáncer de ponerse en contacto con solamente la mucosa dorsal interrumpido del recto.
A los 10 días después de la implantación, la microscopía de fluorescencia de secciones congeladas y análisis histológico reveló que los tumores eran cada vez mayor en la capa mucosa de una manera similar al carcinoma de colon humano medular (Fig. 2c-e). Alrededor de este tiempo, las células CT26-GFP que invaden la capa submucosa, más allá de los límites de la mucosa muscular, también se detectaron (Fig. 2d).
Todos los ratones con el tiempo había solamente un solo tumor formadas en la mucosa rectal , y el tamaño del tumor aumentó gradualmente con el tiempo (Fig. 3a). Dado que los tumores de recto a través del ano prolapsado cuando alcanzaron aproximadamente 3 mm de tamaño y, a continuación crecieron exterior del ano, no obstrucción rectal se produjo durante todo el periodo de observación en cualquiera de los ratones (Fig. 3b).
(a) Todos los ratones finalmente tenía un sólo tumor formado en la mucosa rectal. El tamaño del tumor aumentó con el tiempo. (B) Prolapso CT26 tumor rectal que crece fuera del ano a las 4 semanas después de la implantación (cabezas de flecha roja). blanca del tubo insertado en el recto (flecha blanca) indica que su aprobación anorrectal está bien conservado, y no hay ninguna obstrucción. Barra de escala, 10 mm
A las 4 semanas después de la instilación de las células cancerosas, el volumen medio del tumor (volumen medio ± DE) alcanzó 1232.4 ± 994.7 mm
3 (Fig. 3a), y espontánea metástasis de ganglios linfáticos se detectaron con alta incidencia (Fig. 4). La tasa de metástasis a los ganglios linfáticos mesentéricos caudal (nodo linfático mesentérico inferior en los seres humanos) [17], [18], que es un ganglio linfático regional en el cáncer rectal, era 90,9%. La metástasis a los ganglios linfáticos paraaórticos fue 54,5% (Tabla 1). metástasis de pulmón espontánea también se detectó en el 91,8% de los ratones (Fig. 5). Sin embargo, sólo el 9% de los ratones (1/11) tenía metástasis en el hígado (Tabla 2).
(a) Esquema de la anatomía en (b). El nodo de linfa mesentérica caudal en el origen de la arteria mesentérica caudal. Este nodo linfático es equivalente al nodo linfático mesentérico inferior en los seres humanos. Barra de escala, de 2 mm. (B1) ganglio linfático mesentérico caudal bajo observación con luz brillante. fluorescencia (b2) GFP del nodo de linfa mesentérica caudal en (b1), que indica que el nodo de linfa contenía una metástasis. Barra de escala, de 2 mm. (C) Dos ganglios linfáticos paraaórticos (rojo y flechas amarillas) se identificaron en otro ratón. La flecha blanca indica metástasis de ganglios linfáticos mesentéricos caudal. Barra de escala, de 2 mm. (D) Mayor ampliación de observación de un ganglio linfático para-aórtico indicada por la flecha roja en (c). GFP fluorescencia de un micro-metástasis se detectó (flechas blancas). Barra de escala, 1 mm.
(a) Aspecto macroscópico de pulmón. Pulmonares focos metastásicos se detectaron con la fluorescencia de GFP. Barra de escala, de 2 mm. (B) Aspecto macroscópico del hígado. imágenes de fluorescencia detectado la expresión de GFP de células CT26-GFP metástasis hepáticas (flechas rojas). Barra de escala, 10 mm.
En aproximadamente 4 semanas, los ratones mostraron síntomas de caquexia y tuvo que ser sacrificado debido al tamaño del tumor.
La angiogénesis del ratón rectal tumor ortotópicamente implanta en ND-GFP ratones desnudos
células CT26 que expresan RFP fueron implantados ortotópicamente en el recto de los ratones nude GFP nestin guiado (ND-GFP) por los métodos descritos anteriormente. Diez días después de la implantación, ND-GFP-expresión de los vasos sanguíneos nacientes se visualizaron creciente en el CT26 tumor rectal RFP que expresan en el ratón nude ND-GFP (Fig. 6).
(a) tumor CT26-RFP cada vez mayor en la mucosa rectal de ND-GFP ratones desnudos (cabezas de flecha blanca). La línea roja, la dirección de la sección transversal del tumor rectal de (b). Barra de escala, de 2 mm. (B) Sección transversal del tumor rectal. observación de luz brillo. Barra de escala, de 2 mm. (C) La fluorescencia observación de (b). Barra de escala, de 2 mm. (D) Detalle de la región en caja en (c). ND-GFP-expresan los vasos sanguíneos derivados del huésped se visualizaron en el CT26 tumor rectal RFP que expresan en el ratón nude ND-GFP (flechas blancas). Barra de escala, 200 micras.
La formación de tumores mediante instilación rectal de humano de células cancerosas en ratones desnudos
La aplicabilidad de este método de implantación se evaluó con células cancerosas humanas. Con la misma técnica, las células HCT-116-RFP de cáncer de colon humano también forman tumores rectales en ratones desnudos.
Discusión
modelos animales clínicamente precisas en las cuales surgen los tumores de estadio temprano y más tarde convertirse en invasivas y metastásicas sería de gran valor con el fin de predecir los resultados clínicos para el tratamiento del cáncer con mayor precisión. Existen pocos modelos transgénicos de cáncer colorrectal invasivo [4]. El
Apc
modelo de ratón Min +/- suelen desarrollar adenomas, pero no los adenocarcinomas invasivos [19]. Además, el desarrollo de tumores en ratones ingeniería genética rara vez es síncrona, lo que hace que sea difícil preparar un número suficiente de animales en las etapas apropiadas para la evaluación del tratamiento del cáncer [2].
Se ha demostrado que la implantación ortotrópico permite el crecimiento y el potencial metastásico de los tumores transplantados para expresarse y reflejar clínica del cáncer [5], [20]. también se han notificado muchos modelos de cáncer colorrectal que emplean la implantación ortotrópico. Sin embargo, en estos modelos, ya sea una suspensión de células de cáncer se inyectó en la capa submucosa del colon y recto [4], [5], [21], o fragmentos de tejido tumoral simplemente se suturan en la serosa del colon. En estos modelos, los tumores crecen en los tejidos submucosos que salen de la mucosa (que es el verdadero origen del cáncer colorrectal) intacto o de los tumores que comienzan crecer sólo en la superficie serosa, lo que equivale a cáncer en etapa colorrectal avanzado en la clínica.
el objetivo del presente estudio fue establecer un modelo ortotópico colorrectal clínicamente exacta en la que empezar a formar tumores en el tejido de la mucosa. La hipótesis de que la implantación ortotópica precisa podría conseguirse con una interrupción química de la barrera de superficie de la mucosa del recto y la posterior instalación de células de cáncer de CT26.
células cancerosas marcadas fluorescentemente-[22] permitieron altamente sensible, en tiempo real, y la detección no invasiva de cáncer muy en etapa temprana en la mucosa rectal y focos micro-metastásica en los ganglios linfáticos y el pulmón, lo que sería de otro modo no detectable en tejido vivo o incluso el examen histológico [20].
la ubicación de formación del tumor primario fue limitado a la pared posterior del recto terminal, que es el punto de observación más conveniente en el colon y recto ratón. La reproducibilidad de la localización del tumor permitió más fácil y el examen no invasivo más centrado en el tiempo. El aspecto histológico del tumor era muy similar al cáncer de colon humano clasificado como no diferenciado o medular de tipo adenocarcinoma [23].
No se detectaron metástasis de ganglios linfáticos y la metástasis de pulmón en los ratones implantados con las células CT26-GFP con alta incidencia, lo que podría ser considerado como "verdadera" metástasis espontánea, puesto que en este método es muy poco probable que las células cancerosas pueden ser introducidos directamente a la circulación venosa o linfática artificialmente en el momento de la implantación [4]. Aunque el hígado es un sitio de metástasis más común de cáncer colorrectal, metástasis hepática se encontró en sólo el 9% de los ratones (1/11) en este modelo. Esto puede explicarse por el hecho de que en este modelo, los tumores se forman en la parte inferior del recto, la sangre de la que drena en la circulación venosa sistémica dominante sobre la circulación venosa portal [24]. El cáncer rectal es más probable que el cáncer de colon para dar lugar a metástasis pulmonares sin metástasis hepáticas en la clínica [24].
A diferencia del modelo de inyección cecal, este modelo no requiere laparotomía, a través del cual diseminación peritoneal no deseada es causada por células cancerosas disociadas en el momento de los trasplantes [4]. El método actual es también aplicable en huéspedes inmunocompetentes con líneas celulares de cáncer de origen de ratón y sería adecuado para estudios de inmunología tumoral.
En ratones desnudos ND-GFP, GFP expresión está bajo el control del promotor de la nestina [13], [25] en el que ND-GFP-expresando los vasos sanguíneos derivados del huésped se visualizaron en los tumores de recto en etapa temprana formados a partir de células CT26-RFP
.
Para nuestro conocimiento, este es el primer modelo que puede proporcionar de forma fiable el cáncer rectal verdaderamente ortotópico cada vez mayor en los tejidos de las mucosas, y más tarde causar espontánea de los ganglios linfáticos y metástasis de pulmón que son fácilmente detectables por fluorescencia de GFP con alta sensibilidad. Este modelo podría ser utilizado para el estudio de los primeros eventos en el crecimiento del tumor o la evaluación de factores intraluminales (compuestos de la dieta, los ácidos biliares, de la microflora intestinal, etc.), que pueden funcionar para mejorar o inhibir el crecimiento del cáncer colorrectal en el cáncer de etapa temprana.
en conclusión, la implantación de las células cancerosas en el tejido de la mucosa permitido por las técnicas descritas en el presente informe permitió a los tumores crecer de una manera que imita la enfermedad humana clínica. Este modelo sería útil para la evaluación de la eficacia terapéutica de los fármacos antitumorales, y puede ser capaz de ser utilizado para estudiar los primeros eventos en el TME.
Reconocimientos
Este trabajo está dedicado a la memoria de AR Moossa, M. D.