Extracto
nanopartículas poliméricas son los vehículos utilizados para el suministro de fármacos contra el cáncer hidrofóbicos, como la doxorrubicina, paclitaxel o chemopreventors como la quercetina (Q). El presente estudio trata con la síntesis y caracterización de formulaciones nano (NFS) de Q cargado PLGA nanopartículas (poli ácido láctico-co-glicólico) (PN) por modificación de la superficie. La superficie de Q cargado-(NPS) se modifica mediante el recubrimiento con biopolímeros como la albúmina de suero bovino (BSA) o histonas (His). fármacos quimioterapéuticos convencionales adriamicina (ADR) y mitoxantrona (MTX) están ligados a BSA y Su respectivamente, antes de ser recubierto en los NP-Q cargados con Nano formular NF1 y NF2, respectivamente. Los tamaños de estos FNs están en el intervalo de 400-500 nm como comprobada por mediciones de SEM y DLS. La encapsulación de Q en los PN de polímero se confirma a partir de los cambios en la FT-IR, TGA y trazas de DSC de los NP-Q cargado en comparación con modificación de la superficie nativa PLGA y P. en NFS es evidenciado por tres regiones distintas en sus imágenes TEM; el núcleo, cápsula de polímero y la superficie recubierta. potencial zeta negativo de los NP-Q cargados desplaza a potencial positivo en la modificación de la superficie en la NF1 y NF2.
de liberación in vitro Red de Q de la federaciones nacionales duró hasta veinte días con una liberación explosiva inicial. NF2 es una mejor formulación de la NF1 como la carga de MTX es del 85% frente al 23% de carga de ADR. Se espera que dichas federaciones nacionales para superar la resistencia a múltiples fármacos (MDR) al llegar y tratar el objetivo de células cancerosas en virtud de tamaño, carga y retención
Visto:. Saha C, Kaushik A, Das A, S Pal, Majumder D (2016) Los fármacos de antraciclina de modificación de la superficie del Cargado-quercetina nanopartículas de polímeros: un modelo de entrega dual de drogas para el tratamiento del cáncer. PLoS ONE 11 (5): e0155710. doi: 10.1371 /journal.pone.0155710
Editor: Heidar Ali-Tajmir-Riahi, Universidad de Quebec a Trois-Rivières, Canada |
Recibido: 16 Marzo de 2016; Aceptado: 3 Mayo de 2016; Publicado: 19 de mayo de 2016
Derechos de Autor © 2016 Saha et al. Este es un artículo de acceso abierto distribuido bajo los términos de la licencia Creative Commons Attribution License, que permite el uso ilimitado, distribución y reproducción en cualquier medio, siempre que el autor original y la fuente se acreditan
Disponibilidad de datos:. Los datos se . disponible de Dryad (10.5061 /dryad.5gf06)
Financiación: Este trabajo fue financiado por el Departamento de Ciencia y Tecnología de la India (www.dst.gov.in; Dr. Chabita Saha; WOS-A CS 49 /12)
Conflicto de intereses:.. Los autores han declarado que no existen intereses en competencia
Introducción
La mayoría de los fármacos contra el cáncer tienen limitaciones en la administración clínica debido a su escasa solubilidad , algunas de las propiedades físico-químicas y farmacéuticas. Requieren el uso de adyuvante, que a menudo causa efectos secundarios graves cuando se administra por vía intravenosa. cambios considerables en la concentración de este adyuvante se registran en el plasma sanguíneo. Estas limitaciones se superan mediante la formulación nano usando polímeros biodegradables y materiales bioadhesivos para encapsular fármacos contra el cáncer y hacerlos adecuados para la administración oral. Muchos biopolímeros como quitosano, gelatina, proteínas y lípidos se usan para la encapsulación de fármacos. En el presente trabajo se ha utilizado poli (ácido láctico-co-glicólico) PLGA (figura 1a) como un polímero para la encapsulación de fármacos. PLGA es aprobado por la FDA de Estados Unidos para la administración de fármacos debido a su biodegradabilidad, la eficacia de encapsulación de fármacos hidrófobos y la liberación sostenida del fármaco en el sitio diana. La encapsulación protege a las drogas derivadas de la degradación química y la unión no específica. El tamaño de estas nanopartículas les permite penetrar en las células cancerosas específicas a través de receptores y o otras vías que son más de expresado por las células diana. Varias formulaciones de nanopartículas poliméricas cargadas con el fármaco y su eficacia en el tratamiento del cáncer se informa [1-5].
(a) PLGA, (b) La quercetina, (c) adriamicina y (d) La mitoxantrona.
Nuestro interés es entregar más de un fármaco por modificación de la superficie del fármaco encapsulado PLGA PN. Este modelo de entrega está diseñado para superar la resistencia a múltiples fármacos (MDR), que es el principal impedimento para el tratamiento del cáncer. En este modelo el fármaco hidrófobo está encapsulado en el núcleo de los NPs y su superficie se modifica para acomodar un fármaco hidrófilo. La superficie se modifica mediante el recubrimiento de un biopolímero al que está enlazado el fármaco hidrófilo. Biopolímeros como BSA o pueden tener su doble función; uno es para llevar la droga y la otra es para proteger a las nanopartículas del sistema inmune del cuerpo, retículo endotelial sistema (RES) y la degradación celular. polifenoles de la dieta son otorgados con propiedades quimiopreventivos y se encuentran por doquier en frutas y verduras. La quercetina (Q) [6], un antioxidante fenólico hidrófobo está encapsulada en PLGA NPs. Tiene una estructura química (Fig 1b) que contrarresta los efectos perjudiciales de la oxidación causada por ROS o los radicales libres en células de nuestro cuerpo vivo. La supresión de la carcinogénesis se sugiere que es debido a su actividad de eliminación de radicales. Q también se sabe que tienen propiedades quimiopreventivos junto con la capacidad para invertir las vías MDR [7, 8]. Q también se informó de inhibir CYP450, la proteína COX y familia de quinasas de tirosina de enzimas que conduce a la modulación de la transducción de señales y la apoptosis [9]. Adriamicina (ADR) y mitoxantrona (MTX) (Figura 1C y 1D, respectivamente) son bien conocidos fármacos quimioterápicos del grupo de las antraciclinas. Se utilizan como los fármacos hidrófilos, que actúan por el ADN de intercalación que conduce a la apoptosis [10 a 12]. Cuando los fármacos quimioterapéuticos como ADR /MTX actúan sobre las células cancerosas también se sacrificaron algunas células normales en los alrededores; Q puede ayudar en la reducción de los daños como antioxidante. En las células cancerosas Q puede revertir la MDR y hacerlos favorable para la acción de ADR y MTX. Los medicamentos cuando se entrega ya sea en combinación pueden trabajar de forma sinérgica o como adyuvante. En el presente trabajo, se reporta la síntesis de polímeros cargados NP-Q que llevan segundo fármaco en la superficie modificada y su análisis físico-químico. Tales formulaciones se pueden utilizar como sistema de administración de fármacos anti-cáncer alternativa a más de venir MDR
Materiales y Métodos
PLGA. (LA: GA-50: 50) de peso molecular 30.000-60.000, quercetina, histona, mitoxantrona, adriamicina, y azida de sodio se obtuvieron de Sigma. PVA (alcohol de polivinilo) se obtuvo de Aldrich y BSA de Merck. Acetona utilizada fue de grado analítico de Merck. Se utilizó agua Milli Q y tampón fosfato de Sigma, donde nunca necesaria.
Preparación de NP cargadas con el fármaco
nanopartículas de PLGA fueron preparados por "
emulsión simple evaporación del disolvente Técnica
" [ ,,,0],13] tal como se resume en la figura 2. PLGA (40 mg) y Q (2 mg) se disolvió en 4 ml de acetona. Después, la solución PLGA resultante se añadió lentamente a una solución de 5% de PVA acuoso (8 ml) con una jeringa. Después, la solución se sometió a ultrasonidos utilizando un sonicador de sonda (Hielscher UP100H, Alemania) a través de baño de hielo durante 2 min. La emulsión se agitó durante 4 horas a 25 ° C en una placa de agitación magnética para permitir la evaporación del disolvente orgánico. Las nanopartículas formadas se recuperaron mediante ultracentrifugación a 18.000 rpm durante 30 min a 4 ° C y se lavaron dos veces con agua Milli-Q para eliminar PVA no unido o exceso y libre Q. El lavaron formulaciones se almacenaron durante la noche a -80 ° C en un congelador y luego liofilizado o liofilizado (Géminis
BV Heto Maxi seco Lyo) durante 2 días para obtener la forma en polvo de los PN.
representación esquemática de la síntesis y la modificación superficial de PLGA PN.
modificación de la superficie de los PN
BSA se une a ADR con la constante de unión de 7,8 x 10
3 M
-1 [14] y se ha revestido en nanopartículas de óxido de hierro para unirse a supramagnet drogas [15]. A partir de la constante de unión se determinó la relación de su concentración de unión. De acuerdo con ADR (2,2 × 10
-4 M) se incubó con BSA (1 mg /ml) durante 15 minutos. Q-PN se añade a BSA-ADR compleja y la mezcla resultante se sometió a ultrasonidos durante 30 s utilizando baño de ultrasonido. Después, la mezcla resultante se incubó durante 1 hora a 37 ° C con agitación constante en un agitador a 180 rpm para facilitar el proceso de adsorción [3,16,17]. Los NPs BSA-ADR recubiertos y cargados-Q fueron luego recuperados por ultracentrifugación durante 20 minutos a 4 ° C. Se lavó dos veces con agua Milli-Q para eliminar BSA no unido y libre de ADR. Las formulaciones lavadas se almacenaron durante la noche a -80 ° C en un congelador y luego liofilizadas o liofilizados durante 2 días para obtener la forma en polvo de los PN. Del mismo modo la segunda formulación se preparó usando la histona y MTX en 5:. Relación de 1 calculado sobre la base de sus constantes de unión
análisis de tamaño de partícula y las mediciones de potencial zeta
dispersión láser dinámica (DLS) se utiliza para medir el diámetro hidrodinámico (nm), y se utilizó Laser Doppler Anemometría (LDA) para determinar el potencial zeta (mV). El DLS y los análisis se realizaron utilizando LDA Zetasizer Nano ZS (Malvern Instruments, Malvern, Reino Unido). Para determinar el tamaño de partícula y potencial zeta, una suspensión diluida de PN vacío, PN cargados-Q, NF1 y NF2 (100 mg /ml) cada uno se preparó en agua doblemente destilada, se sometió a ultrasonidos en un baño de hielo durante 30 s y se somete a tamaño de las partículas y la medición del potencial zeta por separado. Todas las mediciones se realizaron en los duplicados
Determinación de la captura del fármaco eficiencia
La eficacia de captura (E%) de Q-cargada en nanopartículas de PLGA se determinó en el siguiente método:. Las nanopartículas fueron separados de el fármaco libre por centrifugación y la cantidad de fármaco libre en el sobrenadante se midió usando un espectrofotómetro. El E% se calculó mediante la siguiente ecuación: donde la droga es Q.
Determinación de la carga de fármaco eficiencia
eficiencia de carga se calculó por
L
% = ([
droga
]
total de
/[
NP
]
totales) x 100, donde la droga es Q.
Fourier espectroscopia infrarroja por transformada
la espectroscopia de infrarrojos de transformada análisis de Fourier (FT-IR) se llevó a cabo para verificar la presencia de diversos grupos funcionales químicos en NPs de PLGA PLGA, Q, Q-cargado y NFS superficie modificada. Los espectros FT-IR se registraron con Jasco Transformada de Fourier espectrómetro infrarrojo. muestras de sólido seco (1% en peso) se trituran finamente y se mezclan con bromuro de potasio y se prensan para hacer un pallet. Exploraciones se registraron para cada muestra en un rango espectral 4000-400 cm
-1.
calorimetría diferencial de barrido
Las mediciones del comportamiento térmico de Q pura, PLGA PN vacíos y ( Los NF) se realizaron con el calorímetro diferencial de barrido (DSC Pyris diamante, Perkin Elmer). Las muestras se cargaron en bandejas de aluminio estándar y se escanearon en un rango de entre 0 ° C-350 ° C con una velocidad de barrido de 10 ° C /min.
El análisis termogravimétrico
Análisis termogravimétrico (TGA) mide los cambios de peso en un material como una función de la temperatura (o tiempo) bajo una atmósfera controlada. Thermogravitometric perfil de vacío PLGA PN, PN Q libre y cargados-Q se registraron en TGA, TA instrumento Q 600 SDT simultánea DSC TGA.
in vitro cinética de liberación estudio
in vitro
liberación de Q de PN se llevó a cabo mediante la disolución de 2 mg de NP en 1 ml de PBS (0,01 M, pH 7,4) que contiene 0,1% v /v de NaN
3 (para mantener una condición lavabo). La suspensión NP fue igualmente dividido en dos tubos que contenían 1 ml cada uno (como el experimento se realizó por duplicado) y se mantuvo en un agitador a 37 ° C a 150 rpm. A intervalos de tiempo particulares, como (1 día, 2 días hasta 20 días) se tomaron estos tubos hacia fuera de agitador y se centrifugó a 13.800 rpm, 4 ° C durante 10 min. Para el sedimento obtenido después de la centrifugación, 1 ml de PBS fresco /NaN
3 solución se añadió al agitador para los próximos lecturas. El sobrenadante recogido se liofilizó y se disolvió en 1 ml de DMSO /acetona. La solución se centrifugó a 13.800 rpm durante 10 min a 25 ° C para recoger el fármaco en el sobrenadante. La cantidad de Q en la muestra se midió fluorimétricamente.
microscopio electrónico de barrido (SEM) estudios
La morfología de la superficie de los PN se caracterizó por SEM (Zeiss Evo MA-10) que opera a una aceleración tensión de 10 a 30 kV. Unas gotas de, NPS cargados-Q vacío, suspensiones de agua NF1 y NF2 (100 g /ml) se secaron por separado en piezas de vidrio pequeñas y pulverización catódica con oro para hacerlos conductor y se coloca en un trozo de cobre antes de la adquisición de imágenes de SEM.
microscopio electrónico de transmisión (TEM) estudios
La estructura interna del PN se determinó por TEM (Jeol JEM 2100 HR de anguilas). Una gota de vacío, Q-cargados, BSA-ADR NF y Sus MTX-suspensiones NF agua (100 g /ml) colocados sobre una rejilla de TEM de cobre recubierto de carbono de malla (150, Ted Pella Inc., Redding, CA), y se dejó Secar. Las imágenes se visualizaron en un voltaje de aceleración de 120 kV en el microscopio electrónico de transmisión.
Resultados
SEM-TEM análisis
Imágenes de SEM de los PN vacío y Q-cargado PN tal como se ilustra en la figura 3a y 3b confirmar su formación mediante el método de evaporación del disolvente estándar utilizado. La superficie exterior de vacío es más suave en comparación con NPs cargados, lo que sugiere la encapsulación del fármaco. Las imágenes SEM de NF1 y NF2 están representados en la figura 3c y 3d, respectivamente. De las figuras se revela que los tamaños de los NF son mayores que los NPs Q-cargado que acrediten modificación de la superficie éxito. El repique de la capa de la superficie también confirma el revestimiento de la superficie de NF1 y NF2. imágenes de TEM (figura 4) de la superficie modificada NF-2 muestran tres capas distintas; uno es de la droga en el núcleo de los PN, la segunda es la encapsulación de polímero y la tercera es la capa en la superficie
micrografías microscopio electrónico de barrido de (a) void-PLGA PN.; (B) PN Q-cargado; (C) NF1 y (d) NF2
Transmisión imagen de microscopio electrónico de NF-2 que ilustra las tres capas de.; Q encapsulado, cápsula de polímero y la modificación de la superficie.
Tamaño determinación y medición de potencial zeta
Los potenciales zeta se midieron mediante dispersión de luz dinámica y los valores registrados son -2.0 mV, -10,0 mv , 3,0 mV y 8,0 mv, respectivamente, para los PN vacío, Q-cargado PN, NF1 y NF2, respectivamente. El cambio de potencial zeta negativo de Q-cargado de potencial positivo en la NF1 y hasta cambio positivo más alto en la NF2 también el apoyo de recubrimiento con éxito. Los tamaños son medidos alrededor de 180 nm para nulo y 250 nm para los NP-Q cargados. Para NF1 y NF2 los tamaños están entre 400 a 500 nm. El DLS hacia fuera puesto tamaño de la población de los PN y las federaciones nacionales se reproducen en la figura 5.
Tamaño en nm (a) void-PLGA PN (b) PN Q-cargado (c) NF1 y (d) la NF2.
análisis FT-IR
Los espectros FT-IR de pura Q, BSA y PLGA se ilustran en la figura 6a, 6b y 6c. Los espectros muestran picos característicos de los grupos funcionales como OH, CH, C-O y las bandas C = O, de acuerdo con los espectros reportados de Q [18, 19], BSA [20, 21] y PLGA [22]. Los espectros de FTIR de la superficie modificada NF1 y NF2 (Fig 6d y 6e, respectivamente) también retienen las bandas características de PLGA y Q con ligeros cambios. Nuevas bandas en los espectros se asignan a la amida de la capa de proteína y la contribución OH de las drogas. Bandas en torno a 3383 cm
-1 se asignan a estiramiento OH que es intrínseca de PLGA, Q y BSA. En la figura 6e y bandas de 6d en la región de 3062 cm
-1 es característico de la amida-A de las proteínas que es más prominente para NF1 y NF2 que están recubiertas con proteínas. La amida I y II bandas a 1652 y 1531 cm
-1, respectivamente [20] de las proteínas se integran con el pico de PLGA en 1758 cm
-1 y por lo que su intensidad es alta para NF1 y NF2. Bandas comprendidas entre 3000-2850 cm son bandas de firma de estiramiento CH común a todos los PN y NFS. Las bandas fuertes en 1320-1000 y 1760-1690 cm
-1 identificado en todos los PN están asignados a CO y C de enlaces O = presentes en los grupos carboxilo de PLGA.
Los espectros FTIR de (a ) pura-Q (b) BSA (c) PLGA (d) NF1 y (e) la NF2.
TGA y DSC análisis
exploraciones TGA en la figura 7a, 7b y 7c y son representativas de las curvas de fusión de los PN vacío, Q y Q-PN cargado respectivamente. Los espectros de TGA de PLGA sigue una fuerte pérdida de peso a alrededor de 50 ° C con una temperatura donde como Q muestra una pérdida más lenta en peso a temperatura más alta (320 ° C) de acuerdo con los informes anteriores [23, 24]. TGA perfil de los NP-cargados Q sigue a la pérdida de peso a temperatura intermedia y menos pronunciada que PLGA confirmando la encapsulación de los perfiles de DSC de Q. Q pura en la figura 8a reflejar temperatura de fusión distinto de Q a 326 ° C de acuerdo con informes anteriores [25]. La figura 8b y 8c son representantes de los patrones de DSC de NF1 y NF2, respectivamente. Los picos de zoom para PLGA a 50ºC y BSA /His entre 60-70 ° C se trazan en la figura 8d y 8e, respectivamente, según lo observado por otros [26, 27]. Los picos de fusión para ADR y MTX se fusionan con la de Q entre 300-320 ° C.
TGA curvas de fusión de (a) void-PLGA PN (b) Q libre y (c) Q-cargado PN .
trazas de DSC de (a) libre de Q (b) NF1 y (c) la NF2. (D) El seguimiento medio es de 40 a 60 ° C se ampliará para resaltar PLGA temperatura de fusión en el PN vacío, NF1 y NF2. (E) El trazo medio es de 50 a 100 ° C se hace zoom para resaltar temperatura de fusión de la proteína para NF1 y NF2.
eficacia de captura de drogas y la eficiencia de carga
Q se cargó de manera eficiente en PLGA NPs, llegando a una carga de 105 g de Q por mg de NP con eficiencia de encapsulación de 85%. ADR se recubrió en NP-Q cargado con una eficiencia de 23,2%. MTX se revistió con éxito en los PN con una eficiencia de 84.62%.
in vitro cinética de liberación estudio
in vitro
la cinética de liberación del fármaco siguieron durante 20 días se representa en la figura 9 demuestra estallido inicial de fármaco a partir de PLGA NP, seguida de una liberación gradual del fármaco en los días posteriores. Este es el rasgo característico de PLGA PN, que puede variar con la composición de PLGA y ambiente celular [28].
2 mg de NP-cargados Q se disolvieron en 1 ml de PBS (0,01 M, pH 7,4) que contiene 0,1% v /v de NaN
3 y se mantiene en incubador con agitación y se centrifuga antes de que se recogió el sobrenadante.
Discusión
administración dirigida de fármacos ha pasado por muchas facetas sobre el últimas décadas; la última de ellas la nanotecnología. Esta tecnología tiene la ventaja de la formulación de medicamentos hechos a medida para adaptarse a los efectos de los fármacos contra el cáncer convencionales existentes. Las principales características de las formulaciones son tamaño, carga y composición que hace que los fármacos convencionales en fármacos potenciales que pueden ser consumidos por vía oral. Las nano partículas pueden ser de cualquier polímero biodegradable como quitosano, lípidos, PLGA sintético, PEG etc. en el que más de un fármaco se puede encapsular. En las presentes PN PLGA cargadas-Q estudio son de superficie modificada para acomodar un segundo fármaco en la superficie. La formación de polímero cargado-Q nanopartículas (PLGA) mediante el método de evaporación de disolvente es exhibida por las imágenes SEM de la figura 3a y 3b. La superficie de los NPs Q-cargado es ligeramente irregular en comparación con la superficie lisa de NPs vacíos. El tamaño determinado por DLS (figura 5) para PN PN vacíos y cargados-Q es de aproximadamente 180 y 250 nm, respectivamente. El tamaño de los PN cargados-Q es mayor que NP vacíos que confirman la encapsulación. FT-IR, TGA y DSC espectros de Q, NPs vacío y PN Q-cargados como se ilustra en las figuras 6, 7 y 8, respectivamente presentan características que son de apoyo de la presencia de Q y PLGA en las muestras. Las bandas espectrales FTIR corroboran con los reportados para Q y PLGA y sus cambios en los NP-cargados Q es evidencia de encapsulación [18-22]. Q dentro de los PN tiene una forma física diferente a la libre Q y los cambios se atribuyen a este. propiedades físicas de PLGA sí mismos se ha demostrado que depende de múltiples factores, incluyendo el peso inicial molecular, la relación de lactida a glicolida, el tamaño del dispositivo, la exposición al agua (forma de la superficie) y la temperatura de almacenamiento. La naturaleza hidrofóbica de PLGA influye en la degradación del polímero que a su vez sintoniza la liberación lenta del fármaco desde el interior del núcleo. La liberación de Q de PN se controló fluorimetría y suelte hasta veinte días después de la explosión inicial fue grabado (figura 9). El requisito principal para obtener mejores propiedades terapéuticas de las federaciones nacionales por sí liberación controlada de Q se ha logrado como lo demuestra la cinética de liberación [28]. Otros factores como la carga superficial de los PN también influyen en su eficacia en el tratamiento del cáncer.
Naturaleza de la superficie de NF es muy crucial para su absorción por las células cancerosas. PLGA-PN sin modificación de la superficie; llevar carga negativa se puede opsonised rápidamente y masivamente despejado por RES, principalmente el hígado y el bazo. Esto es un obstáculo importante para la orientación activo que el sistema reconoce y elimina los PN de la circulación sistémica, y dificulta la entrega efectiva del fármaco nano a las células cancerosas. Modificación de la superficie de estos NPs de polímero con biopolímeros hidrófilos reconocidos por RES es la forma más pragmática para controlar la opsonización y favor dirigidos de suministro de fármacos [29-33].
La unión de drogas como la adriamicina, Metmorfin, aspirina, norfloxacina y ASN con albúminas de suero es reportado [14, 34-37]. Los complejos de proteínas con las drogas son estables y se unen principalmente por enlace de hidrógeno, electrostáticas y las interacciones hidrofóbicas. En los últimos años, una amplia investigación se ha centrado en la entrega de adriamicina a través de varias herramientas de entrega natural y sintético como nanopartículas con el fin de ayudar a la solubilidad del fármaco, mejorar el proceso terapéutico mediante la ampliación del tiempo de circulación y mejorar la captación en los tumores, a través del efecto de permeabilidad y retención [38-44].
en el presente estudio, modificación de la superficie se consigue mediante la adsorción del complejo de proteína-fármaco sobre la superficie de los NPs Q-cargado. Modificación de la superficie de NPs por BSA ya se ha informado que es estable y retiene la capacidad de unirse a las drogas [3,15-17]. Esta modificación protegerá a los PN de ser eliminado por RES. Modificación de la superficie de estos PN por recubrimiento de BSA /Su unido a ADR /MTX, respectivamente, es capturado en las imágenes SEM figura 3C y 3D. La superficie modificada FNs son más grandes en tamaño que NPs encapsulado-Q (entre 400 a 500 nm) en comparación con cargado-Q (250 nm). También los PN muestran menos agregación sugiriendo adquisición de los cargos superiores, bajo modificación de la superficie que conducen a mayores fuerzas de repulsión entre ellos. imágenes de TEM (figura 4) de FNs capturar tres capas diferentes, a saber el fármaco encapsulado, la encapsulación de polímero y el recubrimiento de superficie de los NPs.
potencial Zeta es la carga que se desarrolla entre la superficie sólida de NPs y su medio de suspensión. La carga neta en la superficie de la NP afecta a la distribución de iones en la cerca de la región mediante el aumento de la concentración de iones de signo contrario cerca de la superficie. El potencial zeta positivo de NF1 y NF2 facilita una mayor interacción con las células cancerosas con carga negativa debido a la sobre expresión de proteínas de glicol con carga negativa en comparación con los NP-Q cargado con un potencial zeta negativo. MDR se debe principalmente a la sobre expresión de las glicoproteínas de membrana plasmática estos carga negativa, que son capaces de extrusión de diversos xenobióticos en general, con carga negativa incluyendo algunos medicamentos contra el cáncer.
La doxorubicina es un agente citotóxico con valores de inhibición de alto crecimiento es positiva cargado y no pueden ser eliminados de distancia en las células cancerosas, pero con carga negativa pueda ser obstaculizado por su baja solubilidad. En la NF1, donde ADR unido a BSA está revestida en los NP-Q cargados, su potencial zeta es positivo (3,0 mv) a pesar de las cargas negativas de BSA y PN Q-cargados. Más potencial zeta positivo (8,0 mv) se observó cuando MTX obligado Su se aplicó sobre los NP-Q cargados. También el 85% de MTX está obligado a Su comparación con el 23% del ADR sobre el BSA. Alta carga de MTX y mayor carga positiva en la NF2, hace que sea una formulación nano mejor que la NF1. Una vez que las federaciones nacionales están dentro de la célula, tanto los medicamentos son entregados y la baja solubilidad de Q también se supera. El pH extracelular de los tumores malignos es significativamente menor que la de los tejidos normales bajo condiciones fisiológicas y ayuda a estabilizar la carga positiva de NFS. Estos cargos dos factores más positivos de las federaciones nacionales en el sitio del tumor y las cargas negativas de las células tumorales /vasculatura podrían conducir a la acumulación específica de tumor de las federaciones nacionales. Este método ha tenido éxito en la aceleración
in vitro
absorción de cumarina a las células cancerosas, el aumento de la citotoxicidad del paclitaxel y el aumento de
in vivo
acumulación de cumarina en los tejidos portadores de tumores [45].
Conclusión
la quercetina, un flavonoide con propiedades anticancerígenas, está limitada por la baja solubilidad y biodisponibilidad, que serán designados con éxito como fármaco contra el cáncer. Al encapsular en nanopartículas poliméricas; esta limitación puede ser superado. Por modificación de la superficie de los NPs Q-cargado; las posibilidades de la degradación antes de llegar al destino pueden ser restringidos. Finalmente por la realización del potencial zeta positivo; los NF son electrostáticamente favorable para interactuar con las células cancerosas con carga negativa resultante en la absorción y la acumulación específica. Combinación Q en forma de nano con fármacos quimioterapéuticos habituales como ADR y MTX en NF1 y NF2, respectivamente, puede vencer la TB-una tarea desalentadora en el tratamiento del cáncer. Aquí NF2 es una formulación mejor que la NF1, ya que transporta carga positiva más alta, así como grandes cantidades de MTX se cargan en la superficie de los NP en comparación con ADR en NF1. La aplicación de las FN en la línea de células cancerosas K562 está en curso.
Reconocimientos
Autor Chabita Saha es agradecido con el Departamento de Ciencia y Tecnología de la India para el apoyo financiero. Los autores agradecen al Centro de Investigación en la Nano Ciencia y Tecnología Nano, Calcuta para que nos proporciona FTIR, SEM y TEM instalación. Gracias también se extendió a UGC-DAE Centro de Investigación, Calcuta para proporcionar DLS, Zeta potencial de las instalaciones. El rector de MAKAUT, Prof. S. K. Dey es reconocido por su constante apoyo y cooperación.