Extracto
invasión de células de cáncer es un componente importante de la metástasis y es responsable de una amplia difusión celular en las principales y destrucción de los tejidos. Las células presentan modos de invasión complejos, incluyendo una variedad de comportamientos colectivos. Este fenómeno da como resultado la heterogeneidad estructural de la matriz extracelular (ECM) en los tejidos. A continuación, se investigó sistemáticamente la heterogeneidad del medio ambiente facilitando la invasión de las células tumorales a través de una combinación de
in vitro
experimentos migración celular y simulaciones por ordenador. En concreto, se construyó un microambiente ECM en un biochip microfabricado y con éxito creado una interfaz de matrigel en tres dimensiones (3D) en forma de embudo interior. microscopía electrónica de barrido demostró que la interfaz se encontraba en los defectos interiores de la orientación molecular anisotrópico nano-escala y las variaciones de densidad estructurales localizadas en el matrigel. Nuestros resultados, en particular la correlación del patrón de migración colectiva con las características geométricas de la interfaz de embudo, indican que este heterogéneo
vitro
estructura ECM en las guías fuertemente y promueve la invasión de células agresivo en el espacio matrigel rígido. Se propuso un modelo de autómata celular basado en nuestras observaciones experimentales y el análisis cuantitativo asociado indicó que la invasión de células fue iniciado y controlado por varios mecanismos, incluyendo la heterogeneidad microambiente, de largo alcance homotipo célula-célula y la migración celular direccional gradiente impulsado. Nuestro trabajo demuestra la viabilidad de construir un complejo y heterogéneo
in vitro
3D ECM microambiente que imita el
in vivo
medio ambiente. Por otra parte, nuestros resultados indican que la heterogeneidad de ECM es esencial en el control de los comportamientos invasivos de células colectiva y por lo tanto la determinación de la eficiencia de la metástasis
Visto:. Zhu J, L Liang, Jiao Y, Liu L, en nombre de la física entre EEUU y China Ciencias-Oncología Alianza (2015) invasión mejorada de las células del cáncer metastásico a través de la matriz extracelular interfaz. PLoS ONE 10 (2): e0118058. doi: 10.1371 /journal.pone.0118058
Editor Académico: Jung weon Lee, de la Universidad Nacional de Seúl, Corea, República de
Recibido: 12 Octubre, 2014; Aceptó 3 de enero de 2015; Publicado: 23 de febrero, el año 2015
Este es un artículo de acceso abierto, libre de todos los derechos de autor, y puede ser reproducido libremente, distribuir, transmitir, modificar, construir, o de otra forma utilizado por cualquier persona para cualquier propósito legal. El trabajo está disponible bajo la licencia Creative Commons CC0 dominio público dedicación
Disponibilidad de datos:. Todos los datos relevantes se encuentran dentro del papel
Financiación: Los autores reconocen el apoyo del Programa Nacional de Investigación Básica Clave China (Grant 2013CB837200) y la Fundación Nacional de Ciencias de China (subvención 11474345). Los donantes no tenía papel en el diseño del estudio, la recogida y análisis de datos, decisión a publicar, o la preparación del manuscrito
Conflicto de intereses:.. Los autores han declarado que no existen intereses en competencia
Introducción
la etapa más peligrosa para la vida de la metástasis ocurre cuando las células tumorales se extienden a partir del tejido de origen y comienzan a crecer en otros órganos. En el primer paso crítico, llamado invasión, las células metastásicas expresan metaloproteinasas en sus superficies, promover la digestión de la membrana basal y se mueven en la matriz extracelular que rodea (ECM) [1-2]. ECM desempeña un papel importante en el proceso de la invasión de células de cáncer, en calidad de un andamio física para el movimiento de células y también como el medio de comunicación de señal celular [3]. En los tejidos, las células cancerosas expresan metaloproteinasas de la matriz (MMPs) que degradan ECM en el borde delantero, la generación de trayectorias locales y ayudar a las células que migran para invadir libremente [4-6].
In vivo
, patrones histológicos de células invasoras varían de invasión de células individuales a la invasión celular colectiva, incluso dentro del mismo tejido. Los patrones van desde acinos celular, cables, las glándulas, las hojas, las agrupaciones y otros [7-8]. Es importante destacar que los diferentes patrones conducen a diferentes eficiencias de la invasión celular colectiva y determinar la gravedad global de la enfermedad y la supervivencia del paciente. Por lo tanto, es importante entender la naturaleza de los patrones invasivos y los factores que las afectan.
Los comportamientos de células invasivas colectivas y los patrones están muy influenciadas por la heterogeneidad de ECM microestructuras. A nivel molecular, la concentración de proteínas ECM y componentes de ECM determinan la estructura sub-micras ECM y las propiedades mecánicas [9-14]. En la escala de tejidos, la heterogeneidad estructural y la anisotropía de tejidos nativos son causados principalmente por el complejo de microambientes ECM localizadas y su tamaño, la densidad y la orientación. Estas características físicas, así como los ambientes químicos específicos que consiste de oxígeno, la nutrición, y factores de crecimiento, varían en gran medida entre los tejidos y las interfaces de tejido [15]. Todas estas variaciones ECM influir en los comportamientos individuales de polaridad celular y celulares colectiva del grupo durante la invasión y conducen a múltiples patrones de invasión celular que finalmente conforman el paisaje ECM y determinar la velocidad de la metástasis.
Debido a la complejidad de la heterogeneidad de ECM
in vivo
, su influencia en el comportamiento celular colectiva se ha descrito, pero no se ha cuantificado [7].
In vitro
, los estudios han encontrado los cuellos de botella debido a la dificultad en la construcción de la orientación espacial ECM y defectos estructurales. Por lo tanto, pocos modelado y análisis teóricos han reportado [6, 16]. Por ejemplo, el ensayo Boyden es un método comúnmente aceptado para probar el potencial de invasión de células de cáncer en tres dimensiones. Sin embargo, la cámara sólo proporciona un entorno de ECM homogénea, que difiere de las condiciones del tejido heterogéneo [17-18].
Para estudiar más a la invasión de células, los nuevos enfoques han modelado el complejo microambiente con un mayor grado de similitud con
in vivo
condición utilizando la tecnología de microfluidos combinado con imágenes de óptica. Este dispositivo ofrece una plataforma en tres dimensiones (3D) para el cultivo celular y la invasión que es similar a la
in vivo
microambiente. En comparación con los métodos convencionales de dos dimensiones, tales como los ensayos de cero, este dispositivo proporciona una mayor especificidad y con mayor precisión imita el entorno 3D para el estudio celular [19-20]. En este manuscrito, nos informan de nuestro reciente avance en la construcción de un ambiente de ECM basadas en 3D Matrigel para estudiar los comportamientos invasivos de la línea celular de cáncer de mama MDA-MB-231 metastásico. Por otra parte, se construyó con éxito una interfaz matrigel artificial en el espacio 3D. La heterogeneidad de las estructuras matrigel determina en gran medida los comportamientos celulares colectivos, la morfología celular y la eficiencia de la invasión. Especialmente, el patrón de la migración celular colectiva fue fuertemente acoplado con las características geométricas de la interfaz en forma de embudo. Por otra parte, se propone un modelo de autómata celular [21-35] para inferir los posibles mecanismos que condujeron a la invasión comportamiento observado colectiva. Nuestra sinergia de los estudios experimentales y computacionales reveló que la heterogeneidad ECM y la señalización celular, junto con un gradiente químico, desempeñan papeles esenciales en la determinación de la invasión de células de cáncer.
Resultados
interfaz matrigel heterogéneo
Matrigel es un gel dependiente de la temperatura comúnmente se almacena a 4 ° C. El procedimiento de rutina para la preparación de Matrigel como
in vitro
ECM es almacenar el gel a 37 ° C. El gel forma entonces estructuras homogéneas con densidad uniforme. Para crear una estructura heterogénea matrigel que podría simular la no homogénea
in vivo
ECM microambiente, se preparó una sección de matrigel espacial, curada y luego se unió con otra sección matrigel que a continuación se curó. Dos secciones de Matrigel de concentración idéntica pero curados en diferentes momentos creados una interfaz en su límite. Higo. 1 es una imagen de microscopía electrónica de barrido (SEM) que muestra los detalles de las estructuras de la articulación micro-escala. La sección superior, matrigel I, se preparó y luego se unió a la sección más baja que se preparó 30 minutos después de la sección superior. Ambas secciones de Matrigel tenían estructuras de malla con densidades similares. Sin embargo, se formaron una interfaz verticales visibles en la articulación, como se indica por las flechas blancas. La interfaz tiene dos características. En primer lugar, las estructuras tenían pequeñas cavidades que van desde 100 ~ 300 nm, dando lugar a una menor densidad localizada. En segundo lugar, las moléculas tenían polarizaciones horizontales a lo largo de la interfaz, lo que indica que las estructuras de malla de las dos secciones no se superponen. Experimentos posteriores demostrado y analizado la función de esta interfaz en la determinación de los comportamientos invasivos de células cancerosas metastásicas.
La interfaz tiene una orientación molecular horizontal y reducción de la densidad localizada que produce defectos en el interior del gel.
configuración de microfluidos para la invasión celular 3D
para analizar cómo la invasión celular metastásico interfaz de matrigel influido en el espacio 3D, que diseñó y fabricó un chip de microfluidos (Fig. 2A). Las líneas de trazos delinear la forma cúbica del chip de polidimetilsiloxano (PDMS). El chip posee dos cámaras circulares conectadas con un túnel cilíndrico hueco lleno de curado matrigel 100%. La concentración de proteína fue de aproximadamente 10 mg /ml, que es 3-4 veces mayor que el colágeno utilizado comúnmente I a partir de colas de rata (3-4 mg /ml) (354 236, Dow Corning, MI, U. S. A). suero bovino fetal (FBS) es un factor de crecimiento de uso común para el crecimiento de células de cáncer. En la invasión de células de cáncer
in vivo
, las células metastásicas generalmente siguen el gradiente de factor de crecimiento atrayente. El recipiente es más rica en nutrición y factores de crecimiento que el tejido, y estos factores forman un gradiente que guía la dirección de la invasión celular. En consecuencia, el experimento formó un gradiente de FBS que imitaba el
in vivo
microambiente para guiar la invasión celular. medio RPMI con 1,0% de FBS se colocó en la cámara izquierda, y medio RPMI con 10% de FBS se colocó en otra cámara. Higo. 2B muestra que un gradiente de FBS desarrollado dentro de la matrigel Cuando se aplicó a los medios con diferentes concentraciones de FBS en los dos extremos de la matrigel a una concentración de 100%. Metastásicas MDA-MB-231 células de cáncer de mama fueron sembradas en la superficie de la matrigel en la cámara que contiene el medio con 1,0% de FBS. Cada cámara se llena con 180 l de medio para asegurar incluso diferencias de presión entre las dos cámaras. Durante las primeras 24 horas, la cámara de la celda se llenó con medio FBS 10% para asegurar el crecimiento normal de las células MDA-MB-231. Después de 24 horas, el medio se cambió a medio FBS 1,0%, y se estableció el gradiente de FBS. Para probar el establecimiento y la estabilidad de la pendiente, fluorescente dextrano-rodamina (70 kDa proteína de peso molecular, Invitrogen) a una concentración de 0,025 mg /ml se utilizó para simular la creación del gradiente de FBS [36-37]. El peso molecular de dextrano-rodamina es similar a la albúmina de suero bovino en 66,5 kDa. Se empleó un microscopio invertido (Ti-E, Nikon) con EMCCD (Flash 4.0, Hamamatsu) para capturar las señales fluorescentes en el matrigel. El chip con matrigel en el interior se colocó dentro de una incubadora de células vivas personalizado en el escenario al 37,0 ° C, 5,0% de CO
2 y 80,0% de humedad, un ambiente normal de incubación de células. El software de micro-gerente controla el microscopio para adquirir imágenes con lapso de tiempo de las distribuciones de dextrano-rodamina fluorescente en el interior del matrigel cada 10 minutos durante 48 horas. Higo. 3C muestra la distribución de dextrano-rodamina 48 horas después de que se estableció el gradiente. Un gradiente visibles se estableció en el gel. Esta imagen de lapso de tiempo más tarde se analizó cuantitativamente por el software ImageJ. Los valores de gris promediados se obtuvieron y analizaron de las imágenes, que representan las intensidades de fluorescencia de dextrano-rodamina en lugares específicos. Estos valores se normalizaron luego y se representan con localizaciones y el tiempo en el gráfico por software Origin, como se muestra en la Fig. 3D. Una serie de imágenes de difusión de dextrano-rodamina se tomaron a intervalos de 10 min. Cada imagen se normalizó con el máximo y mínimo obtenidos a partir de cada imagen de la serie [38]. Los perfiles de gradiente fueron analizadas por un promedio de un rectángulo horizontal a lo largo de la región de gel y se representan en contra de su posición en el canal. Higo. 2D indica que el gradiente de FBS simulada se estableció un plazo de 3 horas y se mantuvo durante hasta 48 horas. La prueba gradiente indicó que matrigel podría establecer un gradiente lineal y estable. Además, cuando se aplicó medio con o sin FBS simultáneamente a los dos lados, un gradiente efectiva formado en la zona de matrigel.
(A) Diagrama de boceto del chip PDMS. El canal de cilindro horizontal entre las dos cámaras se llena con matrigel (rojo). La cámara izquierda se llena con el medio con 1,0% de FBS, mientras que la cámara derecha se llena con el medio, con 10,0% de FBS. (B) El medio con 10,0% de FBS y 1,0% de FBS estableció un gradiente de FBS a lo largo del matrigel intercalada. (C) Imagen de fluorescencia de la zona de matrigel. La línea azul indica el matrigel. El lado izquierdo con el valor más bajo en gris muestra el RPMI 1640 sin dextrano-rodamina, y la zona de la derecha con el valor de gris representa la mayor RPMI 1640 con dextrano-rodamina. La zona de matrigel tiene un color gris gradualmente decreciente, lo que indica el establecimiento de un gradiente de dextrano-rodamina. (D) Análisis cuantitativo de la gradiente de dextrano-rodamina en el establecimiento del tiempo y de espacio-dependiente en el matrigel. El gradiente se estableció en 3 horas y se mantuvo estable después de 9-48 horas.
(A) Las células MDA-MB-231 unidos a la pared de la superficie lateral de matrigel a las 0 horas. La línea roja muestra la parte delantera del grupo celular. (B) la invasión de células MDA-MB-231 en el matrigel a las 96 horas. El matrigel células y la digestión causado la contracción de gel en comparación con la parte frontal de células a las 0 horas. (C) pocas células en la fig. 3B estiró y exhibió una ligera invasión del Matrigel, como las flechas blancas indican, lo que indica que la MDA-MB-231 células no podían invadir el matrigel de rigidez del 100% de concentración.
comportamiento invasión de MDA se analizó -MB-231 células en un entorno de ECM homogénea
a continuación, la influencia de la interfaz de matrigel heterogénea en la invasión de células colectiva. Para la comparación, el experimento de control analiza la invasión de células en un microambiente ECM homogénea. Higo. 3A muestra el canal de tipo cilindrico de conexión llena con matrigel homogénea a una concentración de 100%. A las 0 horas, MDA-MB-231 células unidas de manera uniforme a la parte izquierda de la matrigel. Ambas cámaras se llenaron con medio FBS 10%, lo que asegura la unión celular y el crecimiento normal. Después de 24 horas, el medio en la cámara de la izquierda se reemplazó con medio que contiene 1,0% de FBS. En la Fig. 3B, la sombra negro a lo largo de la superficie de matrigel indica que el número de células aumentó significativamente debido a la proliferación celular rápida. Después de 96 horas, el matrigel se deforma, y la parte delantera de células MDA-MB-231 (líneas rojas) avanzó hacia la derecha como se pegaron a la superficie de Matrigel. La deformación matrigel fue causada por las MMPs secretadas por las células MDA-MB-231, que degradan el matrigel [39], y la fuerza de la interacción entre las células MDA-MB-231 y matrigel microestructura [40-42]. La primera representa una acción química, mientras que el último es un proceso físico. Aunque las fuerzas convergentes fueron significativas y causaron deformación matrigel, las células no invaden obviamente colectivamente las estructuras matrigel 3D. Higo. 3C muestra la sección ampliada de la parte frontal de células en la Fig. 3B. La imagen muestra la invasión de células en matrigel 3D 520 m por encima del fondo del canal. Las flechas azules indican que las células MDA-MB-231 invadieron sólo ligeramente el matrigel. Como se muestra, sólo unas pocas células en la parte delantera formaron formas elípticas en el matrigel, en representación de sus invasiones leves. La mayoría de las células detrás de estas células mostraron un crecimiento compacto. En general, las células MDA-MB-231 no podían invadir el matrigel, probablemente debido a la rigidez de la matrigel 100%. Este experimento de control confirmó que las células sólo pueden exhibir un crecimiento intensivo sobre la superficie del gel, sin comportamiento invasivo en 3D, si el gel rígido tenía una densidad uniforme.
La construcción de un microambiente ECM heterogénea con una interfaz de matrigel
experimento de control anterior demostró que las células metastásicas MDA-MB-231 apenas eran capaces de invadir el matrigel ECM-como debido a su rigidez. Para estudiar más a fondo los comportamientos invasivos de células colectiva en ECM con un microambiente heterogénea, hemos generado una estructura conjunta matrigel espacial en el canal de gel. Higo. 4A muestra que el canal de matrigel tipo cilindrico se llenó con dos secciones de los geles: matrigel I (rojo) y matrigel II (azul). Específicamente, se insertó matrigel II en matrigel I y forma una estructura 3D en forma de embudo. Durante la preparación, el canal cilíndrico se inyectó primero con 8 micras de 100% matrigel. A continuación, el chip se inclina 30 ° ~ 45 ° grados a nivel de la plataforma durante 30 minutos, mientras que el gel curado (Fig. 4B). A medida que el matrigel no había solidificado durante este tiempo y el matrigel suave adherido fuertemente al canal de PDMS, la gravedad condujo el gel en el extremo derecho, la creación de una estructura en forma de embudo hasta que esté completamente solidificado. En este punto, la gravedad combinada con la adhesión gel desempeñó un papel importante en la formación de la morfología 3D de la matrigel I. Finalmente, se añadieron otros 3 l de 100% matrigel II a la cavidad. A continuación, el chip se coloca dentro de una incubadora nivel de gelificación completa. Por lo tanto, matrigel I y II combinó y formó una interfaz en forma de embudo, como se muestra en la Fig. 4B. Estas dos secciones tenido densidad gel idéntica, pero la interfaz tenido diferencias estructurales. Como se muestra mediante SEM en la fig. 1, la orientación de la densidad y la molécula de gel locales variado de las secciones uniformes. Las propiedades físicas de la interfaz eran por lo tanto diferente de la matrigel homogénea. Las variaciones también condujeron a cambios en las propiedades ópticas, incluyendo el índice de reflexión. La figura C muestra la imagen de campo brillante imaginada por el microscopio invertido. La interfaz 3D en forma de embudo es claramente visible en el canal, como se indica por las flechas rojas.
(A) dibujos animados que muestra que el matrigel heterogénea se compone de matrigel I (rojo) y matrigel II (azul). Las dos secciones forman una interfaz en 3D en forma de embudo. (B) El recuadro superior muestra la preparación estructura de gel matrigel. Después de matrigel I en el canal de gelificado de 30 min, el chip se inclina 30 ° -45 °. El matrigel que forma una estructura de embudo debido a la adhesión de gel de gravedad y. A continuación, se inyectó matrigel II en la cavidad. El recuadro inferior muestra la interfaz de la vista lateral. (C) Las flechas rojas indican la interfaz de gel en el experimento.
interfaz guiada por la invasión de Matrigel colectiva de células MDA-MB-231
MDA-MB-231 células fueron cargados en el lado izquierdo de la matrigel heterogénea con interfaces y cultivaron durante 48 horas (Fig. 5D). El procedimiento fue exactamente el mismo que para el experimento de control se muestra en la Fig. 3. En la Fig. 5D, la sombra es el límite del canal de matrigel y piscina redonda y es causada por la proyección de la luz de la pared PDMS. El plano focal de la imagen está en el sustrato de la cámara. La sombra de la izquierda es la cámara de medio en el MDA-MB-231 células fueron previamente cargadas y se habían establecido y proliferado en el sustrato. El lado derecho es la zona de matrigel, donde las células unidas a la pared izquierda. La mayoría de las células en la superficie vertical de matrigel permanecieron en la zona sombreada y no son visibles en la imagen. El color inferior derecha de la imagen indica que después de las células MDA-MB-231 se habían unido al lado Matrigel durante 48 horas, unas pocas células estiradas y comenzó a invadir el matrigel interior siguiendo estrictamente la interfaz. Las células que no tenían contacto con la interfaz en el espacio no invadir, similar al experimento de control. Estos resultados indican que las células tenían respuesta mechanotransduction a la estructura y podrían detectar y seguir la interfaz. La interfaz juega un papel importante en la orientación de la invasión de células, que no podría ocurrir en matrigel rígido homogéneo. Como muestra el SEM, las fibrillas de ECM tenían polarizaciones y defectos en la interfaz que posiblemente guiado celular invasión direccional. Además, las limitaciones y las tensiones físicas heterogéneas podrían inducir la redistribución de los receptores de anclaje en la membrana celular. Así, el resultado estiramiento mecánico de las membranas que pueden controlar las extensiones de pseudópodos y motivar a la invasión de células a lo largo de la interfaz. Para aclarar este proceso, el esquema anterior explica la invasión celular después de la interfaz de matrigel espacial.
(A-C) Dibujos animados que explican las diferentes fases de la invasión celular colectiva. (D) muestra que las células MDA-MB-231 detectan la interfaz y comenzaron a invadir el matrigel a las 48 horas; (B) las ramas invasoras Las células MDA-MB-231 se incrementaron después de la interfaz de matrigel a las 96 horas. Algunas ramas enlazan y forman una red, tal como se indica por el círculo rojo. (C) Después de la interfaz parcial se llenó con las células, las células de frontera escapó del confinamiento interfaz y produjo invasiones de dedos en el matrigel homogénea, lo que confirma la fuerte invasión de las células MDA-MB-231 en el espacio gel heterogéneo.
Después de 96 horas, la invasión de células se hizo más evidente, como se muestra en la Fig. 5E. Más MDA-MB-231 células, formando ramas individuales, comenzaron a invadir el matrigel a lo largo de la interfaz, tanto desde el lado y la parte inferior. Las células invadidas largo de la interfaz lado, revelando que la invasión sigue la estricta aplicación de la interfaz a velocidades rápidas. Además de la influencia de la interfaz, la señal celular también jugó un papel vital en la aceleración de la invasión celular. La comunicación celular ayudó a la 3D invadir las células forman una red y conectarse con otras ramas invasores, como se indica por el círculo descrito con rojo líneas discontinuas. Esta conexión ayudó a las células forman un grupo grande e invaden el espacio del gel colectivamente. Al mismo tiempo, el gradiente de FBS y también contribuyó para invadir las células hacia el lado derecho [43-44] llevó.
Con el beneficio de la orientación de la interfaz, MDA-MB-231 células invadieron rápidamente el matrigel. A 192 horas, las células MDA-MB-231 presentaron fuertes comportamientos invasivos colectivos y patrones de invasión en el gel. Higo. 5F muestra que el grupo invasión de células formada en dos secciones de la matrigel. células de principios de los invasores que se formaron las ramas invasoras a lo largo de la interfaz continuaron a invadir, la proliferación y la fusión hasta que se conectan y forman un plano celular 350 micras de longitud y 100 m de ancho, como se indica mediante la flecha negro. Este plano celular se limita por el panel de interfaz. Entonces, un grupo denso de células surgió en su parte delantera y continuó para convertirse en una forma alargada que invadió a la ECM por delante. Nos referimos a este grupo de células alargada como un "dedo" célula. El dedo invadió horizontalmente hacia la derecha del gel, lo que indica que las células se habían escapado del confinamiento de la interfaz de Matrigel e invadido en la sección I de matrigel. En otras palabras, las células ya no invadieron el gel a lo largo de la interfaz, sino directamente en el medio ambiente matrigel homogénea. La línea discontinua negro representa la parte delantera de la interfaz de embudo y muestra el dedo célula generada antes de que las células llenan la interfaz. El límite de las células en el dedo no es visible, lo que indica que el grupo celular tenía estructuras muy compactas con fuertes uniones célula-célula. En comparación con el comportamiento de la invasión de células en el experimento de control, en el que sólo unas pocas células muestran invasión leve y de corta distancia en la parte delantera del grupo celular, la invasión masiva dedo implica que las células MDA-MB-231 tenían fuertes comunicaciones de señal entre sí que dominaron a sus comportamientos colectivos, lo que puede explicar por qué el grupo de células que aquí podría invadir el espacio 100% matrigel, a diferencia del grupo de control en el matrigel con la misma densidad. Además, el gradiente de FBS contribuyó en gran medida y dirigió la invasión dedo hacia la derecha [45].
Discusión
En general, el proceso de invasión de las células metastásicas MDA-MB-231 en matrigel con una interfaz 3D en forma de embudo podría considerarse que tiene tres fases. En la fase 1
st, las células invadieron el matrigel en algunos arroyos, guiado principalmente por la superficie de contacto curvada (48 horas). En el 2
nd fase, más corrientes de células apareció en la interfase. En esta etapa, la señalización celular dominada, permitiendo corrientes invadido para comunicarse con los demás y redes celulares de forma. Durante la fase de rd 3
(192 horas), la red celular se convirtió en un grupo de células continua invasión que ha generado la forma de dedo e invadió colectivamente en la parte delantera. Al mismo tiempo, la señalización celular y el gradiente químico FBS fueron los factores dominantes que dirigen la invasión de células a la derecha en el espacio matrigel rígido y homogéneo.
Para analizar teóricamente la invasión celular colectiva en un microambiente matrigel heterogéneos, se propone el siguiente mecanismos que podrían inducir a las características más destacadas de la conducta invasión de 3 fases observado aquí: (i) la heterogeneidad microambiente; (Ii) de largo alcance atracción homotipica través de la comunicación de célula a célula (principalmente de naturaleza química); y (iii) la migración celular direccional gradiente impulsado. A fin de verificar estos mecanismos y obtener una comprensión más profunda de la forma en que se acoplan, ideamos un (CA) modelo de autómata celular [22-35] que incorpora los mecanismos antes mencionados a
cualitativamente
simular la migración celular colectiva en una entorno heterogéneo. Observamos que, aunque el sistema actual es en tres dimensiones, se empleó un modelo de dos dimensiones (2D). Esto se debe a nuestros estudios anteriores han demostrado que los modelos CA 2D son suficientes para reproducir cualitativamente la dinámica celular colectivos en los tumores invasivos sólidos [46-48] y tumores malignos latentes [49].
De acuerdo con estudios anteriores [46- 49], un dominio de simulación rectangular (con una relación de aspecto de 2) se dividió en polígonos discretos utilizando teselación de Voronoi asociado con un embalaje desordenada de discos circulares (Fig. 6). El embalaje se genera a través de la adición secuencial aleatoria de 80.000 discos duros circulares [46]. El tamaño lineal del dominio de simulación era 4,000 m x 2,000 m. Así, el tamaño lineal media de cada polígono de Voronoi fue de aproximadamente 10 micras, de acuerdo con el tamaño típico de una célula. En nuestra simulación, un polígono de Voronoi puede ser ocupado por macromoléculas de ECM, una célula, o un espacio vacío. Cada ECM asociada polígono de Voronoi poseía un valor de densidad efectiva ECM
ρ
, y por un polígono vacío del espacio,
ρ = 0
. Observamos que este valor de la densidad es un parámetro de simulación que es proporcional a, pero en general diferente de la densidad ECM real (es decir, el número /masa de macromoléculas de ECM por unidad de volumen /área)
Panel derecho:. Asociado teselación de Voronoi del plano en polígonos.
Para imitar el microambiente heterogénea observada en los experimentos, hemos considerado dos regiones ECM con diferentes densidades, es decir, una región blanda con
ρ
b
y una región duro con
ρ
h
Se utilizó una curva de Gauss para aproximarse a la frontera de las dos regiones. Los polígonos de Voronoi en la interfase de las dos regiones ECM tenían una densidad mucho menor
ρ
b
que las regiones de ECM a granel debido a posibles defectos en la interfaz. Los valores de densidad se proporcionan en la Tabla 1. Además, un gradiente químico uniforme aplicado a lo largo de la dirección horizontal fue incorporado implícitamente en nuestro modelo, que sesgada la migración de las células a lo largo de la dirección horizontal (como se detalla a continuación). Observamos que, en general, una prolife gradiente es mucho más complejo que un uniforme. Sin embargo, esta aproximación fue suficiente para nuestro estudio cualitativo.
En el comienzo de la simulación, las células se liberan y pueden entrar en el dominio de simulación desde el lado izquierdo del dominio. tiempo de simulación es discretizado luego en horas. Al entrar en el dominio de simulación, una célula ocupa un polígono de Voronoi y degrada las macromoléculas de ECM originalmente en el polígono. En cada paso de tiempo, cada célula está marcada para la migración. Cuando un migra de células, que salta de la corriente polígono de Voronoi de un polígono de Voronoi vecina con una probabilidad
P
m
, que es un parámetro de simulación clave que depende de la densidad ECM del polígono vecina, la dirección del gradiente químico y las posiciones de otras células. En concreto, se emplean las siguientes reglas para determinar CA
P
m
:
ECM densidad
: Después de los estudios anteriores [46-49 ], se supone que es más fácil para que las células migran en ECM ECM suave que dura. Por lo tanto, consideramos que la probabilidad de que una célula salta en un polígono de Voronoi
j
con
ρ
j
ser proporcional a
e
-ρj
, es decir,
P
m
~ e
-
ρj
gradiente químico
: consideramos que la dirección de migración de una célula está sesgada por el gradiente químico. Esta regla se llevó a cabo mediante la imposición de una probabilidad más alta de migración si la dirección de la migración era más alineado con la dirección del gradiente. Supongamos que ocupa una celda originalmente un polígono de Voronoi
i
, la probabilidad de que la célula salta a un vecino de Voronoi polígono J es entonces proporcional e
(
r
ij
∇
c
), es decir, P
m
~
e
(
r
ij
∇
c
), donde
r
ij
denota el vector de desplazamiento que apunta desde polígono
i
a
j Opiniones y ∇
c
es el gradiente químico aplicado, que es seleccionado para ser el vector unitario a lo largo de la dirección horizontal
homotipo atracción Fotos:. Nos consideran que la dirección de la migración también se ve afectada por otras células a través de la comunicación célula-célula que podrían ser de naturaleza química. Sin entrar en los detalles de la comunicación entre células que participan en el comportamiento colectivo observado, lo que requiere estudios completos de nivel sub-celular, que sólo implementó el efecto global de la comunicación en nuestro modelo, es decir, la atracción homotipo. Esta atracción implica que las células migran hacia la otra y se puso en práctica de la siguiente manera: supongamos que ocupa una celda originalmente un polígono de Voronoi
i
, se construye un círculo de radio
R
c centrado en polígono
i
, donde
R
c es el alcance efectivo de la comunicación de célula a célula. Entonces, las posiciones de todas las células dentro del círculo influencia se promedian, dando la posición de un centro efectivo de atracción. Dejar que el vector r
ic
denotar el desplazamiento del polígono
i
a la posición de la célula promedio (es decir, centro de atracción). La probabilidad de que la célula salta a un vecino de Voronoi polígono
j
se considera proporcional a e
(
r
ij
∙
r < Higo. 2A.