Extracto
La expresión constitutiva del VPH de alto riesgo E6 y E7 oncogenes virales es la principal causa de cáncer de cuello uterino. Para explorar exhaustivamente la composición de HPV16 primeras transcripciones y su anotación genómica, tejidos epiteliales escamosas del cuello uterino de 40 pacientes infectados por HPV16 se recogieron para el análisis de las transcripciones de oncogenes (virus del papiloma apot). Hemos observado diferentes patrones de transcripción de oncogenes HPV16 en la progresión de las lesiones cervicales con el cáncer de cuello uterino y se identificó un nuevo transcripto. eventos de integración múltiple en los tejidos de carcinoma de cuello uterino (CxCa) son significativamente más a menudo que los de bajo grado de lesión intraepitelial escamosa (LSIL) y lesiones intraepiteliales escamosas de alto grado (HSIL). Por otra parte, la mayoría de los genes celulares dentro o cerca de estos sitios de integración son los genes asociados con el cáncer. Tomados en conjunto, este estudio sugiere que las múltiples integraciones de genoma de HPV durante la infección viral persistente, que de este modo altera los patrones de expresión de oncogenes virales y genes celulares relacionados con la integración, desempeñan un papel crucial en la progresión de las lesiones cervicales a cáncer de cuello uterino.
Visto: Lu X, Q Lin, Lin M, P Duan Ye L, Chen J, et al. (2014) múltiples integraciones de HPV16 genoma y la transcripción viral alterado de oncogenes y genes celulares están asociados con el desarrollo de cáncer cervical. PLoS ONE 9 (7): e97588. doi: 10.1371 /journal.pone.0097588
Editor: Xuefeng Liu, de la Universidad de Georgetown, Estados Unidos de América
Recibido: 2 Octubre, 2013; Aceptado: April 21, 2014; Publicado: 3 Julio 2014
Derechos de Autor © 2014 Lu et al. Este es un artículo de acceso abierto distribuido bajo los términos de la licencia Creative Commons Attribution License, que permite el uso ilimitado, distribución y reproducción en cualquier medio, siempre que el autor original y la fuente se acreditan
Financiación:. Este trabajo está apoyado por becas de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (81001343, 81172463), el Departamento de Educación de la provincia de Zhejiang (Y200907403) y Ciencia y Tecnología Mesa Wenzhou (Y20090103, Y20100175 y H20100063). Estos patrocinadores proporcionaron los fondos para los experimentos y la recogida de muestras. Los donantes no tenía papel en el diseño del estudio, la recogida y análisis de datos, decisión a publicar, o la preparación del manuscrito
Conflicto de intereses:.. Los autores han declarado que no existen intereses en competencia
Introducción
el cáncer cervical es la segunda causa principal de muerte por cáncer en mujeres en todo el mundo. La persistencia de la infección por el virus del papiloma de alto riesgo humano (VPH-AR), tales como el genotipo 16, 18, 31, 33, 35, 39, 45, 51, 52, 56, 58, y 59 son esenciales para la progresión de las lesiones cervicales [1], y más de 50% de los casos son causados por el VPH 16 [2]. oncoproteínas virales, E6 y E7, de HR-HPV contribuyen a la carcinogénesis cervical mediante la inactivación de dos importantes proteínas supresoras tumorales celular, p53 y pRb, respectivamente [3] - [6]. Estas oncoproteínas virales en células infectadas también pueden dar lugar a la inestabilidad cromosómica y la acumulación de eventos de mutación [7].
A promotor temprano viral mentido aguas arriba de la ORF E6, tales como P97 en HPV16 [8], [9] , P99 en HPV31 [10], [11] y P105 en HPV18 [12], [13], es responsable de casi la totalidad de la expresión génica temprana, incluyendo E6 y E7. Upstream cis-elementos en el LCR interactúan con factores de transcripción celulares y el transactivador viral /represor E2 y regulan la transcripción de los genes E6 y E7 de HPV [8], [14]. Por otra parte, la metilación del ADN [15], el RNA splicing alternativo [9], [16], [17] y poli principios de señal (A) sitio de poliadenilación [18], [19] también participan en la regulación de la expresión de genes E6 y E7 [19].
Hasta la fecha, un mapa de la transcripción completa de HPV16 y HPV18 oncogénica en células infectadas por el VPH y tejidos balsa se han construido [19], [20].
Es bien sabido que la integración de los genomas de HPV es un evento clave en la carcinogénesis cervical [21], [22]. Además de la integración del genoma viral en la activación de oncogenes celulares o inactivación de genes supresores de tumor celular [23] - [25], la integración del genoma HPV en el genoma huésped puede cambiar los patrones de transcripción de ambos genes virales y del huésped [26]. Se ha informado de que la integración de los genomas de HPV puede interrumpir el gen E2 viral en las células y liberar su inhibición en el promotor temprano viral que controla la expresión de E6 y E7 [27]. Además, E6 y E7 transcripciones cotranscribed con secuencias celulares pueden ser más estables, y por lo tanto mejorar su nivel de expresión [28] - [30].
Se han notificado los patrones de transcripción de HPV16 en los tejidos de cáncer de cuello uterino [ ,,,0],26], [31]. Había una episomal VPH gen temprano transcripción (E7-E1
∧E4) y varias transcripciones de HPV integradas (tales como E7-E1
∧cellular ARN, E7-E1
∧E4-ARN celular, etc. ) en los tejidos infectados HPV16. Sin embargo, la selección de la transcripción en respuesta a los cambios ambientales es un proceso dinámico para conseguir la expresión génica óptima para la supervivencia celular y la carcinogénesis [32]. En este estudio, hemos aplicado una técnica modificada de la amplificación de las transcripciones de oncogenes de papilomavirus (APOT) [26] para explorar exhaustivamente la estructura y secuencias de HPV16 E7 transcripciones relacionadas y su anotación genómica en 8 LSIL (lesiones intraepiteliales escamosas de bajo grado), 24 muestras de biopsias cervicales HPV16-positivas HSIL (lesiones intraepiteliales escamosas de alto grado), y 8 CxCa.
Materiales y Métodos
Pacientes y muestras
Las muestras de tejido de cuello uterino primaria lesiones contienen células displásicas epitelio /tumorales fueron recogidas del Segundo hospital Afiliado de la Universidad médica de Wenzhou (provincia de Zhejiang, china) entre diciembre de 2010 y abril de 2012. la presencia de VPH-AR fue detectado mediante análisis de HC-II, y la proyección de HPV16 en HR El VPH-positivas las muestras se realizó mediante el kit de detección de genotipos de HPV (Kaipu, Guangzhou, china) [33]. Todos ellos no recibieron radioterapia o quimioterapia antes de la operación y cada paciente se le realizó una biopsia dirigida por colposcopia. Las muestras de biopsia recogidas se bisecaron. Una porción se sometió a diagnóstico histopatológico estándar, mientras que la otra parte se almacenó en RNAlater (Ambion, Austin, Texas, EE.UU.) a -80 ° C para su posterior análisis. Sobre la base del diagnóstico histopatológico, las muestras se dividieron en LSIL (CIN I, n = 8), HSIL (CIN II, n = 22; CIN III, n = 16) y el carcinoma de cuello uterino (CxCa, n = 17). Adicional de 8 tejidos del cuello uterino con citología normal y la negatividad del ADN del VPH como controles se obtuvieron de los pacientes que se sometieron a una histerectomía debido a enfermedades ginecológicas benignas. El estudio ha sido aprobado por el Comité de Ética Médica del Segundo Hospital Afiliado de la Universidad Médica de Wenzhou. Todas las mujeres fueron informados y dieron su consentimiento por escrito para participar en el estudio.
ARN y aislamiento de ADN a partir de muestras clínicas
El ARN total de muestras de biopsia descritos anteriormente se aisló utilizando reactivo Trizol (Invitrogen, California ., EE.UU.) según las instrucciones del fabricante. Para retirar la contaminación de ADN residual, la preparación de ARN se trató con RNasa libre de DNasa I (Takara, Dalian, China) de acuerdo con el protocolo del fabricante. ARN total purificado se disolvió en agua libre de RNasa y se almacenó a -80 ° C. La concentración y pureza del ARN total se cuantificó por el espectrofotómetro ultravioleta a 260 nm y 280 nm y electroforesis en gel de agarosa al 1%. Sólo las muestras de ARN con una relación A260 /A280 de 1,8-2,0 y una alta integridad se utilizaron para el experimento adicional.
transcripción inversa y amplificación por PCR de los transcritos
APOT ensayo se informó anteriormente se basan en anidada las reacciones de PCR [26], que sólo podían amplificar los transcritos abundantes e ignorar las transcripciones con niveles más bajos en las muestras. ensayo APOT así modificado se utilizó para amplificar los transcritos de oncogenes de VPH. Los cebadores para estas reacciones se han diseñado de acuerdo con Klaes R, et al [26]. El ARN total (1 g) fue transcrito inversamente utilizando un oligo (dT)
17-primer acoplado a una secuencia de engarce
RT
[34] de acuerdo con el protocolo del fabricante de Kit transcriptasa inversa (TOYOBO, Japón) . Para verificar la calidad de cDNA de primera cadena, se realizaron PCR usando gliceraldehído-3-fosfato deshidrogenasa (GAPDH) primers específicos de como se ha descrito anteriormente [35]. Primera línea de cDNA que abarca secuencias de oncogenes virales se amplificaron posteriormente mediante PCR utilizando
p1
-HPV16E7 cebador específico (5'-CGGACAGAGCCCATTACAAT-3 ') y el enlazador
p0 gratis (5'-3-GACTCGAGTCGACATCG ') como cebador inverso; y la amplificación por PCR se llevó a cabo en un volumen de reacción de 50 l. A diferencia de los informes anteriores, los ciclos de PCR se aumentó a 35, y todas las muestras sólo se realiza una ronda de reacción de PCR. Para verificar la especificidad de este procedimiento, el control "menos-RT" en el que se omitió la transcriptasa inversa de las reacciones también se llevó a cabo en paralelo.
Análisis orden de la lista
Los productos de amplificación fueron apot visualizaron por electroforesis en gel de agarosa al 2,5%. Los productos de PCR de interés se escindieron del gel y se extrajeron mediante ADN en gel de agarosa kit de recuperación (Tiangen, Pekín, China). Los amplimeres correspondientes se clonaron en el vector de clonación (transgén, Pekín, China) y el análisis de la secuencia de ADN fue ejecutado utilizando un ABI 3730 XL Analizador Genético (Applied Biosystems, EE.UU.) de acuerdo con protocolos estándar. resultados de secuenciación se analizaron utilizando el programa BLASTN proporcionado por el Centro Nacional de Información Biotecnológica, EE.UU.. Además, los sitios de integración cromosómica se determinaron utilizando el Centro Nacional de Información Biotecnológica (BLAST) y el Laboratorio de Biología Molecular Europeo (EBI). Por otra parte, los sitios frágiles y los genes de los sitios de integración se definen mediante el visor de mapas frágil NCBI sitio y la herramienta UCSC Blat.
Resultados
La especificidad del ensayo de APOT para HPV16 transcripciones de oncogenes
el principio del ensayo es APOT amplificación rápida de un 3 'de extremos de ADNc (RACE) ensayo de PCR que logra la amplificación y la clonación de la región entre una secuencia única corta en una molécula de ADNc y su desconocido 3' final [34]. En general, las transcripciones integrados derivados de E6 y E7 oncogenes abarcan secuencias virales en sus extremos 5 'y extremos secuencias del genoma anfitrión en sus extremos 3' extremos [26]. El tamaño esperado de los productos obtenidos a partir de un transcrito de episoma derivado es 1050 pb [26] Amplimers que muestran un tamaño diferente de 1050 pb, por tanto, se puede derivar de un genoma de HPV integrado. Para declarar la especificidad del ensayo APOT modificado, ADNc a partir de células Caski HPV16-positivas contiene los tejidos integrados genoma HPV16 y HPV-negativo normales de cuello uterino, así como los controles "minus-RT" en el que la transcriptasa inversa se omiten de las reacciones fueron usado. Los productos amplificados de los ADNc a partir de células Caski HPV16-positivas fueron similares a los del informe anterior [26], mientras que ningún producto de RT se obtuvo de los tejidos cervicales normales sin ADN del VPH y el control "menos-RT" (Figura 1). Estos datos indicaron el ensayo APOT modificado puede detectar específicamente los transcritos derivados del genoma integrado HPV.
Los productos amplificados a partir de células CaSki (A), CxCa HPV16-positivo (B), el VPH tejidos cervicales normales negativos (C) y los controles "minus-RT" del ARN aislado de muestras de VPH 16-positivos (D) por el ensayo de APOT se separaron en 2.5% geles de agarosa. R:
Carril 1-3
eran tres células CaSki subcultured diferentes (como controles positivos); B:
Carril 1-3
eran tres diferentes muestras CxCa; C:
Carril 1-3
eran tres tejidos cervicales normales diferentes (como controles negativos); D:
Carril 1-3
se corresponde con las muestras en B, respectivamente; M:. Escaleras de ADN de 250 pb
Características de HPV16 transcripciones de oncogenes en los tejidos de la neoplasia intraepitelial cervical y carcinoma de cuello uterino
Para analizar las transcripciones de oncogenes HPV16, HPV16 cervical 40-positivo especímenes (LSIL, n = 8; HSIL, n = 24; CxCa, n = 8) con ARN de buena calidad fueron seleccionados entre 63 muestras recogidas en este estudio. Se encontraron un total de 133 transcripciones que contienen fragmentos virales. Entre estas transcripciones, 64 tenían fragmentos de secuencias de HPV 16 E7-E1 * en sus extremos 5 'extremos y directamente conectados con poli A en sus extremos 3' extremos (Figura S1). Además, había cuatro interrupciones diferentes de la región E1 en el nt 880, 949, 1054 y 1234 (Figura S2). Las transcripciones que contienen una señal de donante E1-empalme en el nt 880 [36] podrían pertenecer a potencial patrón episomal, mientras que la transcripción que trunca en nt949 podría ser el resultado de cebado interno por oligo dT [37]. Otras transcripciones, que truncaron en el nt 1054 y 1234 ni las secuencias contenidas poli A, ni ningún sitio de poliadenilación pertenecen viral o de acogida, por lo que estas transcripciones fueron vistos como patrones integrados potenciales. Además, también encontramos otra transcripción que ha empalmado E7 ORF en el nt 880 al sitio aceptor de E4 de empalme en el nt 3358 y luego empalmada de la señal de donante E4 de empalme en el nt 3632 al sitio aceptor L1-empalme en 5639, y también terminado en poli a (Figura S1). En esta transcripción, la E4 ORF no se interrumpe. La falta de una señal de donante de empalme en el nt 5815 en esta transcripción indica que el genoma HPV16 interrumpido en el nt 5815 también podría participar en la integración del genoma del virus.
Además, hubo 64 transcripciones virales directamente conectados a la sede del genoma secuencias y estaban todos comenzaron con el inicio del cebador directo (P1) en el nt 729. Estos oncogenes integrado transcripciones HPV16 podrían dividirse tres tipos diferentes (Figura 2). Entre estas transcripciones, Tipo A tiene HPV16 E7-E1
* secuencias en sus extremos 5 'extremos y conectado con la sede de secuencias del genoma. Sin embargo, había dos sitios diferentes de integración de la región E1 (en nt880 y nt1107) en este tipo (figura S3). El sitio en el nt880 contenía una señal donante de corte y empalme E1-mientras que el sitio truncado en nt1107 podría ser más probable para linealizar el genoma viral circular para la integración en el genoma del huésped. Transcripción tipo B tiene un ORF E2 interrumpido en nt2870 y la secuencia de tipo B se compone de HPV16 E7-E1
∧E2
* en sus extremos 5 'y termina la secuencia del genoma de acogida en sus extremos 3'. En Tipo de transcripción C, E1
∧E4 codón de parada se interrumpe para la integración del virus y toda una E1
∧E4 ORF sin un codón de parada se fusiona en el marco de acoger secuencia. Entre estos tres patrones, transcripciones de Tipo A y C han sido reportados por Wentzensen N, et al. [31]. Sin embargo, transcripción de tipo B no había sido previamente reportado en lesiones precancerosas y cáncer de cuello uterino
Tipo A muestra secuencias E1 empalmados directamente a secuencia de acompañamiento celular.; Tipo B muestra E1 empalmado a E2, con E2 fusionado con una secuencia celular; Tipo C muestra E1 empalmado a E4, con E4 se ejecuta en una secuencia celular.
▴, hay dos sitios de integración en E1 (datos mostrados en la figura S3). Las cajas dentro de las barras representan seis nucleótidos entre E7 y E1gene.
Por otra parte, los oncogenes HPV16 mostraron significativamente diferentes patrones de transcripción en los tejidos de LSIL, HSIL y CxCa (Figura 3, 4 y Tabla 1). Entre estos 3 patrones de transcripción detectado en nuestros pacientes, el Tipo A y Tipo B eran prevalencia más alta que las de tipo C, que se observa en casi todos los tipos patológicos, mientras que el tipo C sólo se detectó en las muestras de CxCa, con una frecuencia de detección de 75% (Tabla 1 y Figura 4). Todas las muestras de los pacientes que se muestra el Tipo A, pero todas las muestras CxCa tenido el tipo B y tipo C (Figura 4). En consonancia con la presunción de potencial integración del genoma viral en las etapas posteriores del desarrollo del cáncer [38], [39], la prevalencia de la transcripción de fusión fueron mayores en HSIL y CxCa de LSIL.
HPV16-positivas clínica muestras con LSIL, HSIL y CxCa se sometieron al ensayo de APOT y se separaron en geles de agarosa al 2,5%,
carril 1-5
significa cinco muestras diferentes en cada tipo patológico. M:. 250-bp escaleras de ADN
sitios de integración y la caracterización de la secuencia de acompañamiento celular
Para identificar las localizaciones cromosómicas individuales, los 64-fusión transcripciones que contienen secuencias virales y celulares fueron analizados por medio de comparaciones BLASTn a toda la base de datos del genoma. Nuestros datos muestran que todos los cromosomas, a excepción de Chr21 y X, se integraron con genoma HPV16, lo que confirma los informes previos de que no sitio de integración HPV preferencial se observó en la selección del cromosoma humano [40]. Algunos loci, como 1p36.22, 1p36, 2p24, 2q33, 5q31.1, 5q31, 6p24, 8p23, 10q22.1, 13q22.1, 19q13 y 19p13.3, se informó anteriormente [31], [41] - [45] (Tabla 2). Entre estos eventos de integración, catorce de 40 muestras mostraron múltiples sitios de integración (Tabla 2). Aunque reordenamientos de ADN locales podrían ocurrir con frecuencia y rápidamente después de la integración [43], se encontró que las secuencias flanqueantes celulares en 11 tejidos fueron asignadas a diferentes cromosomas, lo que indica la presencia de múltiples integraciones independientes en estas muestras. Por otra parte, se encontró que los eventos de integración de múltiples fueron significativamente mayores en los tejidos CxCa (75%) que en los tejidos del cuello uterino de LSIL (50%) y HSIL (53,8%). Proyección de todos los loci de integración indica que 35 de 63 sitios de integración mapeadas se encuentran en o cerca de un sitio frágil con una distancia de 26 pb a 5 Mbp (Tabla 2). Entre los 22 sitios frágiles mapeadas, FRA13A se encontró en 4 muestras independientes. Veintidós transcripciones no se asociaron con cualquier sitio frágil.
Las secuencias que flanquean celulares de la transcripción de fusión viral celulares se examinaron más de los genes conocidos. La mayoría de estas transcripciones fusionados tenía una secuencia celular de la orientación de codificación de genes conocidos y treinta transcripciones tenía la secuencia celular de una región intrón, y 8 transcripciones se fusionaron con una secuencia sentido exón de los genes predichos (Tabla 2). Entre estos genes predichos,
AMICA1
,
DAPK1
,
EBAG9
,
PIBF1
se vieron afectados dos veces,
MRPS31
cuatro veces y
PRDX5
incluso seis veces por la integración viral. Al mismo tiempo, los genes del huésped más cercanos a cada sitio de integración en la dirección de la transcripción también se analizaron (tabla 2). Entre estos genes predichos integrados o cerrada al sitio de integración, hemos identificado varios genes asociados a tumores, incluyendo
PRDX5
,
CD28
,
ROCK2
,
RHOH
,
TIMP3
y
DAPK1
, etc. Como se muestra en la Tabla 1, las transcripciones de tipo D y e solamente se detectaron en CxCa y la mayoría de sus loci de integración se encuentran en o cerca de los sitios frágiles de FRA13C, FRA22B, FRA2I y FRA13A. Los genes asociados con las transcripciones de tipo D y E eran oncogenes (
CD28
y
EBAG9
), los genes supresores de tumores (
TIMP3
), o los genes relacionados con el tumor (
PIBF1
y
MRPS31
).
Discusión
Integración del genoma del VPH en los cromosomas del hospedador representa un evento clonal pronto para dar una ventaja selectiva adicional para la expansión de la neoplasia. transcripciones virales han sido detectados por el ensayo APOT [26], [31], [42] - [45]. Aunque ensayo APOT tiene algunas ventajas en la detección de las transcripciones de cada sitio de integración cromosómica, hay varias limitaciones. En primer lugar, es difícil para amplificar las transcripciones de integración derivado muy largos, lo que subestimar el número de tumores con el ADN del VPH integrada [45]. En segundo lugar, APOT es un tipo de PCR anidada, que puede tender a amplificar los transcritos con niveles más altos e ignorar aquellos con niveles más bajos. En tercer lugar, se ha informado de que el poli interna A cebado podría reemplazar el cebador oligo (dT) dentro de ciertos límites, y la generación de un conjunto de cebadores oligo anclado (dT) para la síntesis de cDNA. Estas secuencias causados por cebado interno interrumpen la generación de ADNc de longitud completa y confunden el análisis de splicing alternativo [37]. Con nuestro ensayo APOT modificado para detectar el patrón de transcripción de los tejidos del cuello uterino, encontramos muchas transcripciones virales relacionados con las secuencias del genoma de acogida poli A o en los tejidos epiteliales escamosas del cuello uterino HPV16-infectados. Nos dimos cuenta de que había una gran cantidad de transcritos virales terminados directamente con poli A en sus extremos 3'. A excepción de la E1-empalme señal sitio donante informado (nt 880), los sitios de truncamiento en nt1054, 1234 y 5815 no contenían secuencias internas poli A ni ninguna señal de poliadenilación potencial deben ser nuevos sitios integrados y la necesidad de un análisis más detallado. La transcripción de la fusión viral-celular de tipo A y C se ha informado anteriormente [26], [31], [41]. En el C transcripción de tipo, la interrupción de la integración E4 codón de terminación daría lugar a la E4 utilizar un codón de terminación de acogida. En este estudio, también notamos que algunas muestras de cáncer cervical contenían los tres tipos de transcripciones fueron transcritos de fusión viral celulares.
HPV16 patrones de transcripción en LSIL, HSIL y CxCa fueron significativamente diferentes. Se encontró que el transcrito de tipo C sólo se detectó en las muestras de CxCa y más sitios de integración aleatoria existido en nuestras muestras de tejido. Al igual que en informes anteriores [31], [38] - [42], [46], [47], nuestro estudio indica que la integración del VPH no tiene sitio preferencial en el genoma humano. Excepto para el cromosoma 21 y X, otros cromosomas son todos susceptibles a la integración HPV16. Aproximadamente el 55% integraciones se encuentran en o cerca de un sitio frágil. A diferencia de los informes anteriores [42], [45], nos dimos cuenta de que los eventos de integración a menudo se producen varias veces significativamente más en el cáncer de cuello uterino que en LSIL y HSIL. Estos datos no sólo proporcionan soporte biológico para la observación epidemiológica de que la infección persistente por tipos específicos de HR-HPV es la causa importante de carcinoma cervical [1], pero también indican que la selección subsiguiente para y la acumulación de mutaciones en todavía-a-BE- genes reguladores celulares clave identificados promueve la progresión a cáncer cervical.
la integración no sólo cambia el patrón de transcripción pertinentes para la expresión desregulada de los oncogenes virales, sino que también afecta a la expresión del gen de acogida con la integración del genoma del virus. La integración altera la expresión de genes del huésped en los sitios de integración, incluso si esto ocurre dentro de las secuencias de intrón [43], [45]. En nuestro estudio, hemos identificado un amplio espectro de genes asociados con el cáncer en los sitios de integración y que flanquean las regiones de secuencia. La mayoría de los genes en los sitios de integración se asociaron con el desarrollo de tumores y genes diecinueve fueron fuertemente relacionada con el cáncer de cuello uterino. Algunos de ellos actúan como supresores de tumores (como,
miR-34a
,
MSH2
,
WWOX
y
TIMP3
,
y col
) o oncogenes (por ejemplo,
ROCK2
,
CD28
,
EBAG9
y
ANGPT1
,
et al
). Curiosamente, la mayoría de ellos no fueron reportados en los documentos anteriores [31], [45].
miR-34a
, un importante supresor de tumores, es el regulado en el cáncer de cuello de útero [48], [49]. Se ha informado de que la oncoproteína E6 de HPV16 y HPV18 pueden inhibir la expresión de tumor-supresor
miR-34a
por desestabilización de p53 y resultó en la proliferación celular [50]. La interrupción de los
miR-34a
gen podría interpretar aún más el fenómeno de la reducción de la expresión de
miR-34a
en el cáncer de cuello uterino.
MSH2
es una proteína de reparación de ADN no coinciden, como los asociados con la reparación del ADN vía [51], [52]. Disminución de la expresión de MSH2 podría ser un factor de riesgo en el cáncer de cuello uterino etapa temprana [53].
ROCK2
, una molécula de señalización importante, puede promover la metástasis del cáncer cervical por la regulación al alza y la activación de la expresión y función de la proteína a través de moesina RhoA /ROCK2 vía [54]. Además de los genes asociados con el cáncer, los genes en los sitios de integración y regiones que flanquean la secuencia podría ser también beneficioso para la integración del genoma viral.
FANCM
que es una translocasa ADN y altamente relacionada con la replicación del ADN regula la señalización de punto de control y replicación tenedor progresión [55], [56]. Otros genes, como
COX6B1
está relacionado con la apoptosis de las células [57] y
ESRRA
también han sido reportados asociados con el cáncer de cuello de útero [58]. Además, entre los 45 eventos de integración, 13 eventos condujeron a la transcripción antisentido de las secuencias codificantes, tales como
PRDX5
,
EBAG9
y
CD28, etc.
. Estas integraciones se consideran por lo general carecen de interés. Sin embargo, sus secuencias de sentido se asociaron con la restauración de ADN o el desarrollo de tumores y pueden afectar tanto huésped y la expresión génica viral durante el desarrollo del cáncer cervical. El más integración en la orientación antisentido era el gen que codifica peroxirredoxina 5 (
PRDX5
), una emzyme protector contra el estrés oxidativo [59], [60]. Su expresión alterada debido a la integración HPV16 podría tener consecuencia virológica significativa, junto con la integración en genes de reparación del ADN, tales como FANCM y MSH2. Upregulation de
EBAG9
expresión se ha observado en varios tumores malignos [61]. El factor de estimulación sinérgica de
CD28
que mantiene la homeostasis inmune juega un papel en el aumento de la susceptibilidad al cáncer de cuello de útero [47].
En conclusión, los cambios de los patrones de transcripción de VPH 16 genes tempranos van a lo largo con la progresión de la neoplasia intraepitelial cervical para el cuello del útero carcinoma y la integración del genoma viral en el cromosoma huésped. El cambio o la selección de los patrones de transcripción y la integración en la expresión de genes del huésped en los sitios de integración y de acompañamiento regiones de secuencias celulares podrían participar todos en la oncogénesis de los cánceres inducidos por HPV16.
Apoyo a la Información
Figura S1 . Empresas El tipo de secuencias virales relacionados con poli A en sus extremos 3'. El tipo de clase I muestra secuencias E1 directamente terminados con poli A; el tipo de Clase II muestra E1 a E4 empalmado y luego a L1 y también terminó con secuencias poli A.
▴, hay varios sitios de truncamiento en E1 (datos que se muestran en la Figura S2) guía doi:. 10.1371 /journal.pone.0097588.s001 gratis (TIF)
figura S2.
diferentes sitios de truncamiento en la región E1 en el tipo de Clase I. Hay cuatro sitios en truncadas E1, 880, 949, 1054 y 1234, respectivamente
doi:. 10.1371 /journal.pone.0097588.s002
(TIF)
Figura S3.
Varios sitios donantes de corte y empalme en E1. En el tipo A hay dos sitios de integración en E1, 880, y 1107, respectivamente. Las cajas sólidas significan secuencias celulares
doi:. 10.1371 /journal.pone.0097588.s003 gratis (TIF)
Reconocimientos
gracias Zhi-Ming Zheng del NIH y Kong -nan Zhao para comentarios y revisiones votos.